ARTYKUŁ PRZEGLĄDOWY/REVIEW PAPER
Rola płytek krwi w procesach zapalnych

Płytki krwi to komórki o średnicy ok. 2 µm, nieposiadające jądra komórkowego, będące fragmentami cytoplazmy megakariocytów. W organizmie człowieka żyją one średnio 9–11 dni. W warunkach fizjologicznych ok. 2/3 liczby płytek krąży we krwi, pozostała 1/3 zlokalizowana jest w śledzionie [29]. Od dawna wiadomo było, że płytki krwi uczestniczą w skomplikowanych, złożonych biochemicznych i molekularnych procesach mających na celu zahamowanie krwawienia. Jednak w wyniku licznych, przeprowadzonych w ostatnich latach badań dotyczących funkcji płytek krwi okazało się, że te małe i niepozorne komórki stanowią kluczowe ogniwo łączące procesy hemostazy, zapalenia i naprawy tkanek.


Morfologia płytek krwi

W warunkach spoczynkowych płytki krwi mają owalny kształt. Na ich gładkiej powierzchni znajdują się niewielkie wgłębienia. Stanowią one połączenie między środowiskiem zewnętrznym a systemem kanalików, znajdującym się we wnętrzu komórki. Glikoproteiny związane z najbardziej obwodowo zlokalizowaną warstwą komórki, tzw. glikokaliksem, służą jako receptory przenoszące sygnały aktywujące płytki [29]. Końcowym efektem aktywacji jest adhezja i agregacja płytek.

W cytoplazmie płytek krwi znajdują się liczne ziarnistości. Można je podzielić na następujące grupy:
1. Ziarnistości alfa – zawierają fibrynogen, czynnik von Willebranda, czynnik płytkowy 4 (PF-4), beta-tromboglobulinę, trombospondynę, czynniki krzepnięcia V, XI i XIII, białko S, czynniki wzrostu (TGF-beta, PDGF), selektynę P [8, 16, 25, 30, 34].
2. Ciałka gęste – są źródłem ADP, ATP, GDP, GTP, serotoniny (nie jest ona produkowana przez płytki ani megakariocyty, a jedynie inkorporowana przez płytki z osocza krwi) [29].

Czynnik płytkowy 4 oraz beta-tromboglobulina są białkami wyłącznie płytkowymi. PF-4 ma zdolność przyłączania się do heparyny i neutralizacji jej działania antykoagulacyjnego [22]. Podobne działanie wykazuje również b-tromboglobulina, ale jej powinowactwo do heparyny jest mniejsze niż powinowactwo PF-4 [29]. Trombospondyna, będąca jednym z głównych składników ziarnistości alfa, stabilizuje agregaty płytkowe [29], natomiast płytkopochodny czynnik wzrostu (PDGF) pełni rolę w procesach gojenia, włóknienia, ale także w rozwoju miażdżycy [26]. Niezwykle ważne dla funkcjonowania płytek są receptory zlokalizowane na ich powierzchni i związane z cytoszkieletem. Wśród nich na szczególną uwagę zasługuje glikoproteina IIb/IIIa. Jest to najważniejszy receptor błony plazmatycznej płytek. Należy do rodziny integryn. Jego ligandami są: fibrynogen, fibronektyna, czynnik von Willebranda, witronektyna i transpodyna [24].

Inne ważne receptory płytek krwi, to glikoproteina Ib-IX (jej ligand to VWF) [27], glikoproteina IV (wiąże trombospondynę i kolagen) oraz selektyna P, która uważana jest za wskaźnik aktywacji płytek in vivo, gdyż po aktywacji przemieszcza się ona z ziarnistości alfa na powierzchnię błony komórkowej [1, 19].

Aktywacja płytek prowadzi także do głębokich zmian w cytoszkielecie. Komórki tracą swoją formę owalną, stają się okrągłe i wysuwają filopodia. Uwolnienie substancji zawartych w ziarnistościach prowadzi do końcowego nieodwracalnego etapu aktywacji płytek, jakim jest ich agregacja [29].

Fizjologiczna i patologiczna produkcja megakariocytów i płytek krwi

Badania dotyczące megakariocytopoezy i produkcji płytek nabrały tempa po 1994 r., kiedy to odkryto, a następnie sklonowano trombopoetynę (TPO). Obecnie wiadomo, że megakariocyty wywodzą się z komórek pnia (stem cells). W swojej drodze do dojrzałości przechodzą następnie przez kilka etapów. Dzieje się to przy współudziale licznych cytokin. Przebieg megakariocytopoezy został przedstawiony na ryc. 1.

Głównym regulatorem produkcji płytek jest trombopoetyna (TPO). Po związaniu się z receptorem komórkowych wpływa ona na wszystkie etapy rozwoju megakariocytów [17]. TPO jest produkowana głównie w wątrobie [32]. Jej synteza nasila się pod wpływem IL-6 [35]. Wykazano, że w przebiegu trombocytopenii, kiedy rośnie zapotrzebowanie na produkcję płytek, dochodzi do większej ekspresji mRNA dla TPO w szpiku kostnym [31]. Stwierdzono również zwiększone stężenie TPO w surowicy krwi chorych z reaktywną trombocytozą w przebiegu nowotworów i niektórych chorób autoimmunologicznych [10].

We wczesnych etapach produkcji płytek uczestniczy syntetyzowany przez komórki stromalne szpiku kostnego czynnik komórek pnia (SCF). Wykazano, że do jego syntezy dochodzi także w fibroblastach błony maziowej u chorych na reumatoidalne zapalenie stawów [18]. Inkubacja tych komórek z TNF-α prowadzi do zwiększenia produkcji SCF [18]. Wykazano korelację pomiędzy stężeniem SCF w płynie stawowym chorych na reumatoidalne zapalenie stawów a liczbą płytek krwi u tych pacjentów [6]. Mechanizm ten może być przynajmniej częściowo odpowiedzialny za reaktywną trombocytozę w przebiegu RZS. W błonie maziowej, płynie stawowym oraz surowicy krwi chorych na reumatoidalne zapalenie stawów zwiększa się także stężenie IL-6 [9] oraz IL-11 [11] – cytokin uczestniczących w kolejnych etapach produkcji płytek krwi. Ich nadprodukcja może być przyczyną reaktywej trombocytozy w reumatoidalnym zapaleniu stawów [23]. Ostateczne określenie roli tych cytokin w zwiększonej produkcji płytek wymaga dalszych badań.

Rola płytek krwi w zapaleniu

Badania nad morfologią i fizjologią płytek krwi dostarczyły informacji, które wpłynęły na zmianę dotychczasowych opinii na ich temat. Okazało się bowiem, że płytki krwi nie są wyłącznie niemymi fragmentami cytoplazmy megakariocytów. Wprost przeciwnie, komórki te stanowią ważne źródło biologicznie aktywnych substancji, które mogą czynnie wpływać na rozwój i przebieg różnych procesów chorobowych.

Do czynników o najsilniejszym działaniu prozapalnym, syntetyzowanych przez płytki krwi należą RANTES (regulated upon activation normal T cell expressed and secreted), białko nabłonkowe aktywujące neutrofile (ENA-78), makrofagowe białko zapalne 1a (MIF-1a) oraz PF-4 [4]. Uwalniana przez płytki krwi cytokina RANTES może wiązać się z zapalnie zmienionym endotelium i tworzyć most pomiędzy ścianą naczynia a komórkami jednojądrowymi krwi obwodowej [28]. ENA-78 zwiększa adhezję neutrofili do powierzchni endotelium przez wpływ na ekspresję b2 integryn [12]. PF-4 hamuje apoptozę monocytów i inicjuje ich różnicowanie się w makrofagi [4]. Aktywowane płytki krwi produkują ponadto interleukinę 1β, która łącznie z RANTES stymuluje syntezę selektywny E, interleukiny 8 (IL- 8) i ENA-78 przez komórki endotelium, co umożliwia adhezję neutrofili do tych komórek [21]. Pod wpływem selektyny P i RANTES dochodzi również do indukcji syntezy IL-8, MCP-1, MIP-1α oraz TNF-α w monocytach [33].

Płytki krwi mogą także bezpośrednio wpływać na adhezję neutrofili do śródbłonka. W takiej sytuacji same przylegają do macierzy pozakomórkowej, a duża liczba cząsteczek selektyny P, obecna na powierzchni płytek po ich aktywacji, reaguje z cząsteczkami PSGL-1 (P-selectin glycoprotein-1), stale obecnymi na powierzchni leukocytów, powodując ich przyleganie i toczenie się po śródbłonku [20, 36].

Kolejnym faktem potwierdzającym uczestnictwo płytek krwi w procesie zapalnym jest interakcja CD40L z CD40. Płytki krwi są bogatym źródłem sCD40L. Pod wpływem ich aktywacji dochodzi do przemieszczenia się cząsteczek CD40L na powierzchnię płytek, a następnie do złuszczania się CD40L w postaci sCD40L. Przyjmuje się, że ponad 95% krążącego sCD40L pochodzi właśnie z płytek krwi [2]. Interakcja sCD40L z CD40 zlokalizowanymi na komórkach endotelium prowadzi do syntezy cząsteczek adhezyjnych, niektórych chemokin, czynników tkankowych oraz aktywacji metaloproteaz.

Rola płytek krwi w procesie chorobowym w przebiegu reumatoidalnego zapalenia stawów i innych chorób tkanki łącznej

Już przed wieloma laty u chorych na reumatoidalne zapalenie stawów wykazano nieprawidłowości w liczbie (patrz wyżej) i funkcji płytek krwi. Okazało się, że komórki te są obecne w płynie stawowym stawów objętych procesem zapalnym [6, 7]. W błonie maziowej i surowicy chorych na reumatoidalne zapalenie stawów stwierdza się podwyższoną aktywność wydzielniczej formy fosfolipazy A2. Pochodzi ona głównie z płytek i katalizuje syntezę kwasu arachidonowego z fosfolipidów. Także cyklooksygenaza 2 (COX-2), konwertująca kwas arachidonowy w prostaglandyny, jest produkowana przez aktywowane płytki krwi. U chorych na reumatoidalne zapalenie stawów, toczeń rumieniowaty układowy, a także u pacjentów z zespołem Raynauda stwierdzono podwyższony poziom tzw. płytkopochodnych mikrocząsteczek (platelet – derived microparticles) – niewielkich pęcherzyków uwalnianych z błony komórkowej płytek po ich aktywacji. Mikrocząsteczki te ułatwiają przyleganie płytek do macierzy podśródnabłonkowej naczyń krwionośnych i działają prokoagulacyjnie [14, 15]. W surowicy pacjentów z reumatoidalnym zapaleniem stawów, toczniem rumieniowatym układowym i pierwotnym zespołem antyfosfolipidowym stwierdzono także wyższy niż w grupie kontrolnej poziom innego wskaźnika aktywacji płytek krwi – rozpuszczalnej selektyny P [7, 13]. U chorych na reumatoidalne zapalenie stawów korelował on z aktywnością choroby. Selektyna P ułatwia aktywację neutrofili, wpływa na produkcję cytokin prozapalnych przez limfocyty, uczestniczy w migracji komórek do ogniska zapalnego. Co prawda, źródłem selektyny P mogą być także komórki endotelium, ale ponieważ jej stężenie w koreluje z poziomem innego wskaźnika aktywacji płytek – beta-tromboglobuliny – płytkowe źródło pochodzenia selektyny P jest bardziej prawdopodobne [3]. Inne składniki ziarnistości alfa, tj. PDGF, EGF, TGF-b, mogą także wpływać na aktywność procesu zapalnego w reumatoidalnym zapaleniu stawów, m.in. przez zwiększenie proliferacji komórek synowialnych czy pobudzenie angiogenezy w ogniskach zapalnych. Wszystkie te dane wskazują na możliwość aktywnego udziału płytek krwi w zapaleniu w przebiegu reumatoidalnego zapalenia stawów.

Piśmiennictwo

1. Abrams C, Shatter SJ. Immunological detection of activated platelets in clinical disorders. Thromb. Haemost 1991; 65: 467-73.
2. Andre P, Prasad KS, Denis CV, et al. CD40L stabilizes arterial thrombi by a b3 integrin-dependent mechanism. Nat Med 2002; 8: 247-52.
3. Blann AD, Lip GY, Beevers DG, et al. Soluble P-selectin in atherosclerosis: a comparison with endothelial cell and platelets markers. Thromb Haemost 1997; 77: 1077-80.
4. Boehlen F, Clementson KJ. Platelet chemokines and their receptors: what is their revelance to platelet storage and transfusion practice. Transfos Med 2001; 11: 403-17.
5. Carsons SE, Santiago-Scharz F, Diola C. Detection and quantitation of stem cell factor in the synovial fluid of patients with rheumatoid disease. J Rheumatol 2000; 27: 2798-800.
6. Endersen GK. Evidence for activation of platelets in the synovial fluid from patients with rheumatoid arthritis. Rheumatol Int 1989; 9: 19-24.
7. Ertenli I, Kiraz S, Arici M, et al. P-selectin as a circulating molecular marker in rheumatoid arthritis with trombocythosis. J Rheum 1998; 25: 1054-8.
8. Harrison P, Savidge FG. The origin and physiological relevance of a granule adhesive proteins. Br J Haematol 1990; 74: 125-30.
9. Haznedaroglu IC, Ertenli I, Ozcebe OI, et al. Megacaryocyte – related interleukins in reactive thrombocythosis versus autonomus thrombocythemia. Acta Haematol 1996; 95: 107-11.
10. Heits F, Stahl M, Ludwig D. Elevated serum thrombopoietin and interleukin 6 concentration in thrombosis associated with inflammatory bowel disease. J Interferon Cytokine Res 1999; 19: 757-60.
11. Hermann JA, Hall MA, Maini RN, et al. Important immunoregulatory role of interleukin 11 in the inflammatory process in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 1998; 41: 1388-97.
12. Imaizumi T, Albertine KH, Jicha DL, et al. Human endothelial cells synthesize ENA-78: relationship to IL-8 and to signaling of PMN adhesion. Am J Respir Cell Mol Biol 1997; 17: 181-92.
13. Joseph JE, Harrison P, Mackie IJ, et al. Increased circulating platelet – leucocyte complexes and platelet activation in patients with antiphospholipid syndrome, systemic lupus erythematosus and rheumatoid arthritis. Br J Haematol 2001; 115: 451-9.
14. Kagawa H, Nomura S, Nagahama M, et al. Effect of bezafibrate on soluble adhesion molecules and platelet activation markers in patients with connective tissue diseases and secondary hyperlipidemia. Clin Appl Thromb Hemost 2001; 7: 153-7.
15. Kagawa H, Nomura S, Nagahama M, et al. Effect of ticlopidine on platelet derived microparticles in patients with connective tissue diseases Haemostasis 1999; 29: 255-61.
16. Kaplan DR, Chao FC, Stiles CD, et al. Plateletsa granules contain a growth factor for fibroblasts. Blood 1979; 53: 1043-52.
17. Kaushansky K. Thrombopoietin. N Engl J Med 1998; 339: 746-54.
18. Kiener HP, HofbauerR, Tohidast-Akrad MI, et al. Tumor necrosis factor a promotes the expression of stem cell factor in synovial fibroblasts and their capacity to induce mast cell chemotaxis. Arthritis Rheum 2000; 43: 164-74.
18. Leung LLK. Role of thrombospodin in platelet aggregation. J Clin Invest 1984; 74: 1764-72.
19. McEver RP. Adhesive interactions of leucocytes, platelets and the vessel wall during hemostasis and inflammation. Thromb Haemost 2001; 86: 746-56.
20. McIntyre TM, Prescott SM, Weyrich AS. Cell-cell interactions: leucocyte – endothelial interactions. Curr Opin Haematol 2003; 10: 150-8.
21. Niewiarowski S, Thomas DP. Platelet factor 4 and adenosine diphosphate release during human platelets aggregation. Nature 1969; 222: 1269-70.
22. Okamoto H, Yamamura M, Morita Y, et al. The synovial expression and serum levels of interleukin-6, interleukin-11, leukemia inhibitory factor and oncostatin M in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 1997; 40: 1096-105.
23. Pazdur J, Kopeć M. Platelets in rheumatoid arthritis. Thrombosis et Diath Haemorrag 1970; 23: 176-84.
24. Rose JP, Gearge JN, Bainton DF, et al. A gray platelet syndrome. Demonstration of a granules membranes that can fuse with the cell surface. J Clin Invest 1987; 80: 1138-46.
25. Ross R. Peptide regulatory factor PDGF. Lancet 1989; 1: 1179-82.
26. Ruggeri ZM. The platelet glycoprotein Ib-IX complex. Prog Haem Thromb 1991; 10: 35-68.
27. Schober A, Mana D, et al. Deposition of platelet RANTES triggering monocyte recruitment requires P selectin and is involved in neointima formation after arterial injury. Circulation 2002; 106: 1523-9.
28. Sternberg PE, Hill RJ. Platelets and megacariocytes. In: Windrobe’s Clinical Hematology. Lee R, Foerster J, Lukens J (eds). Williams and Wilhins a Waverely comp. Baltimore, 1998.
29. Sternberg PE, Shuman MA, Levine SP, et al. Redistribution of a granules and their contents in thrombin stimulated platelets.
J Cell Biol 1984; 98: 748-60.
30. Stoffel R, Wiestner A, Skoda RC. Thrombopoietin in thrombocytopenic mice: evidence against regulation at the mRNA level and for a direct regulatory role of platelets. Blood 1996; 87: 567-73.
31. Sungaran R, Marcovic B, Chong BH. Localisation and regulation of thrombopoietin mRNA expression in human kidney, liver, bone marrow and spleen using in situ hybridization. Blood 2000; 95: 3094-101.
32. Weirich AS, Elstad MR, McEver RP, et al. Activated platelet signal chemokine synthesis in human monocytes. J Clin Invest 1996; 97: 1524-35.
33. Wencel-Drake JD, Painter RG, Zimmerman TS. Ultrastructural localization oh human platelts thrombospodin, fibrinogen, fibronectin, and von Willebrand factor in frozen thin section. Blood 1985; 4: 929-38.
34. Van Gameren MM, Willemse PH, Mulder NH, et al. Effects of recombinant human interleukin-6 in cancer patients: a phase I-II study. Blood 2001; 84: 1434-41.
35. Zimmerman GA. Two by two. The pairings of P-selectin and
P-selectin ligand. Proc Natl Acad Sci USA 2001; 98: 1023-4.