Advances in diagnosing hair loss

WPROWADZENIE

Ostatnie lata przyniosły znaczący postęp w diagnostyce i monitorowaniu leczenia w chorobach przebiegających z łysieniem. Poza klasycznymi metodami diagnostycznymi, takimi jak badanie kliniczne, test pociągania, trichogram, fototrichogram, trichoskan, obecnie dysponuje się również trichoskopią i refleksyjną mikroskopią konfokalną in vivo. Celem pracy jest dokonanie przeglądu przydatności poszczególnych metod w praktyce dermatologicznej.

DOBOWE WYPADANIE WŁOSÓW

Sugeruje się niekiedy, aby pacjent ustalił liczbę wypadających włosów w ciągu doby. Nie powinno ich wypadać więcej niż 50–100 na dobę i nie więcej niż 200 podczas mycia. W rzeczywistości parametr ten nie jest ani obiektywny, ani przydatny do celów diagnostycznych. Stopień, w jakim pacjent zauważa i jest w stanie policzyć wypadające włosy, zależy od wielu czynników subiektywnych i obiektywnych, w tym od długości włosów i ich barwy. Liczba włosów wypadających w jednostce czasu w ramach normalnego, prawidłowego cyklu włosowego zależy od tego, ile pacjent ma włosów na głowie. Średnia liczba mieszków włosowych na skórze głowy u ludzi rasy kaukaskiej wynosi: u blondynów 130 000, u ciemnowłosych 110 000, a u osób rudych 90 000 [1]. Jeśli ta liczba wyjściowo jest znacząco mniejsza od średniej dla populacji, około 50–100 włosów wypadających w jednym dniu może spowodować znaczące ich przerzedzenie.
Należy także zwrócić uwagę, że część chorób przebiegających z łysieniem nie wiąże się ze zwiększonym wypadaniem włosów. Przykładem może być łysienie androgenowe, w którym dochodzi to stopniowej miniaturyzacji mieszków, a włosy stają się coraz cieńsze i krótsze, natomiast nie ma okresów zwiększonego wypadania włosów terminalnych.

TEST MYCIA

Test mycia (ang. wash test) zaproponowano wiele lat temu jako metodę różnicowania łysienia androgenowego od łysienia telogenowego. Wypadnięcie dużej liczby włosów podczas rutynowego mycia głowy miało wskazywać na łysienie telogenowe, natomiast wypadnięcie małej liczby włosów – na łysienie androgenowe. Wobec istnienia nowych, precyzyjnych metod diagnostycznych test mycia należy uznać za historyczny i nieprzydatny w obecnej praktyce dermatologicznej [2].

TEST POCIĄGANIA

Test pociągania (ang. pull test) polega na delikatnym pociąg-nięciu po 40–60 włosów w trzech lokalizacjach na skórze owłosionej głowy. Jeśli w rękach lekarza zostają w dowolnej lokalizacji ponad 3 włosy lub ponad 10 włosów łącznie, uznaje się, że test jest dodatni. Istnieją różne warianty tego badania. Niektórzy autorzy sugerują wykonanie badania w 4 lokalizacjach na skórze głowy i uznają, że wynik jest dodatni przy 6 włosach pozostających w palcach [3]. Włosy, które zostają w palcach, są włosami telogenowymi, a odsetek tych włosów może odpowiadać ogólnemu odsetkowi włosów telogenowych. Wynik badania jest dodatni w łysieniu telogenowym, ale nie jest swoisty dla tej choroby. Może być również dodatni w aktywnej fazie łysienia plackowatego i w łysieniu anagenowym.
Test pociągania można niekiedy wykorzystać jako badanie uzupełniające, w szczególności do oceny aktywności choroby. W przypadku badania aktywności łysienia plackowatego należy pociągać włosy z obrzeża ogniska. Test jest trudny do wykonania u osób z bardzo krótkimi włosami.

WAŻENIE WŁOSÓW

Metodę ważenia włosów wykorzystuje się niekiedy do badań klinicznych, ale jest ona mniej przydatna w praktyce dermatologicznej [4]. Badanie rozpoczyna się od ogolenia fragmentu skóry owłosionej o wielkości 1,34 cm². Miejsce zaznacza się trwałym tatuażem. Następnie, oceniając stosowaną metodę terapeutyczną lub kosmetyczną, pozwala się włosom odrastać przez 4–24 miesięcy. Po tym czasie włosy obcina się i waży. Później wykonuje się tę samą procedurę raz jeszcze, ale bez stosowania leku lub kosmetyku. W ostatnim etapie badania porównuje się ciężar badanych włosów w pierwszym etapie z ciężarem w drugim etapie. Uznaje się, że lek lub kosmetyk wpływał korzystnie na jakość włosów, jeśli ciężar pierwszej próbki jest mniejszy niż ciężar drugiej.

TRICHOGRAM


Trichogram jest najszerzej stosowaną metodą diagnostyczną
w trichologii. Badanie polega na ocenie mikroskopowej około 100 opuszek włosów pacjenta pobranych przez lekarza. Włosy pobiera się zazwyczaj w równej liczbie z dwóch okolic owłosionej skóry głowy – pierwszą z okolicy czołowej (2 cm od nasady włosów i 2 cm od linii środkowej), natomiast drugą z okolicy potylicznej, w odległości 2 cm przyśrodkowo od guzowatości potylicznej. W przypadku potwierdzonego łysienia plackowatego, gdy wykonuje się badanie w celu oceny aktywności choroby, zalecaną lokalizacją pobrania włosów jest bezpośrednie otoczenie ogniska wyłysienia oraz symetrycznie umiejscowiona skóra klinicznie zdrowa. Niektórzy dermatolodzy preferują pobieranie włosów z czterech okolic: czołowej, potylicznej oraz obu skroniowych. Włosy pobiera się jednym zdecydowanym ruchem, pincetą umieszczoną około 0,5 cm od powierzchni skóry.
W badaniu mikroskopowym ocenia się fazę wzrostu każdego włosa na podstawie kształtu, zabarwienia opuszki oraz obecności osłonki łodygi, a także kąta zagięcia włosa w stosunku do opuszki. Badanie umożliwia ocenę liczby włosów w fazie anagenu, katagenu, telogenu oraz liczby włosów dysplastycznych/dystroficznych [5]. Wynik przedstawia się jako odsetkowy udział poszczególnych typów włosów. Każda pracownia powinna ustalić swój zakres norm, właściwy dla określonej populacji. Jako punkty odniesienia można uznać zakresy norm: anagen 66–96%, katagen 0–6%, telogen 2–18% i włosy dysplastyczne/dystroficzne 0–18%.
Trichogram ma największą wartość diagnostyczną w rozpoznawaniu ostrego łysienia telogenowego. W takich przypadkach odsetek włosów telogenowych jest znacząco zwiększony i może nawet dwukrotnie lub więcej przekraczać górną granicę normy. W łysieniu anagenowym stwierdza się zwiększony odsetek włosów ułamanych/dystroficznych. W przypadku łysienia androgenowego wyniki trichogramu nie są jednoznaczne. Rozpoznanie takie może sugerować nieco zwiększony odsetek włosów telogenowych (choć nie tak znaczący jak w ostrym łysieniu telogenowym) i włosów dysplastycznych, a także cechy miniaturyzacji włosów w trichogramie. Interpretację wyników utrudnia nieobejmowanie pincetą – i na skutek tego nieobejmowanie badaniem – włosów meszkowych występujących charakterystycznie w łysieniu androgenowym. Podstawową trudnością jest jednak interpretacja wyników w częstych przypadkach nakładania się różnych przyczyn łysienia niebliznowaciejącego u tego samego pacjenta.

TRICHOGRAM JEDNOSTKI POWIERZCHNI

Trichogram jednostki powierzchni (ang. unit area trichogram) jest mało przydatnym badaniem, w którym klinicznie i mikroskopowo ocenia się włosy pobrane z powierzchni 60 mm² [6]. Większość ekspertów stoi na stanowisku, że próbka pobrana z tak małej powierzchni skóry nie jest reprezentatywna i wystarczająca do wyciągnięcia istotnych klinicznie wniosków.

MIKROSKOPIA ŚWIETLNA

Metoda klasycznej mikroskopii świetlnej służy do oceny łodyg włosów. Jest szczególnie przydatna w przypadku dystrofii uwarunkowanych genetycznie. Do badania pobiera się zazwyczaj od kilku do kilkudziesięciu włosów. Należy jednak podkreślić, że w przypadku niektórych chorób znalezienie pojedynczego włosa z charakterystyczną anomalią, pozwalającą na ustalenie właściwego rozpoznania, wymaga pobrania znacznie większej liczby włosów. Przykładem takiej choroby może być zespół Nethertona, w przypadku którego niezbędne jest niekiedy pobranie kilkuset lub nawet powyżej tysiąca włosów [7]. Niektórzy eksperci sugerują, aby w przypadku podejrzenia tego zespołu i negatywnego wyniku badania mikroskopowego łodyg włosów do kolejnego badania pobrać włosy z brwi.

MIKROSKOPIA W ŚWIETLE SPOLARYZOWANYM

Badanie przy użyciu mikroskopu ze światłem spolaryzowanym umożliwia ocenę kory i struktury włosa. Metodę wykorzystuje się w przypadku zwiększonej łamliwości włosów i podejrzenia niektórych wrodzonych chorób łodygi włosa, w tym trichotiodystrofii, monilethrix lub pili annulati [7].

ELEKTRONOWA MIKROSKOPIA SKANINGOWA I TRANSMISYJNA MIKROSKOPIA ELEKTRONOWA

Obydwie metody – elektronowa mikroskopia skaningowa (ang. scanning electron microscopy – SEM) i transmisyjna mikroskopia elektronowa (ang. transmission electron microscopy – TEM) – nie znajdują szerokiego zastosowania w codziennej praktyce trichologicznej. Jednorazowe badanie pozwala na ocenę małego fragmentu jednego włosa, co powoduje, że jego wynik jest mało reprezentatywny [8]. Dodatkowym problemem bywa ryzyko uszkodzenia włosa w czasie przygotowywania materiału do badania oraz w czasie samego badania. Zarówno SEM, jak i TEM używane są niekiedy jako metody uzupełniające do zobrazowania lub uszczegółowienia zmian zidentyfikowanych przy użyciu innych metod.

OCENA HISTOPATOLOGICZNA

Ocena histopatologiczna skóry owłosionej głowy jest najistotniejszą metodą pomocniczą w diagnostyce trichologicznej. Przedmiotem dyskusji jest liczba wycinków, jakie należy pobrać jednorazowo, aby wynik badania był diagnostyczny. Specjaliści zajmujący się diagnostyką trichologiczną są zgodni co do tego, że liczba ta nie powinna być mniejsza niż 2. Niektórzy uważają, że do uzyskania obrazu diagnostycznego, szczególnie dotyczącego odsetka mieszków włosowych w fazie telogenu oraz stosunku mieszków włosów meszkowych do mieszków włosów terminalnych, niezbędne jest jednorazowe wykonanie 4–6 wycinków.
Istotne jest dostarczenie do laboratorium histopatologicznego wycinków, które są wystarczająco duże do wykonania skrojeń wertykalnych i horyzontalnych, co jest standardem w histopatologicznej ocenie mieszków włosowych. Niektórzy klinicyści preferują pobranie dwóch wycinków z tej samej okolicy – jednego do skrojeń wertykalnych, natomiast drugiego do skrojeń horyzontalnych. Aby uzyskać wystarczającą ilość materiału, zaleca się wykonywanie wycinków sztancą 4 mm. Należy podkreślić, że badanie histopatologiczne w przypadku diagnostyki łysienia niebliznowaciejącego wymaga dużej liczby skrojeń, aby umożliwić ocenę mieszków w badanym materiale [9].
Badanie histopatologiczne wykonuje się głównie w celu różnicowania łysienia androgenowego z przewlekłym łysieniem telogenowym. Innym wskazaniem do badania histopatologicznego jest podejrzenie nietypowego łysienia plackowatego oraz łysienie bliznowaciejące [10]. W wyniku badania histopatologicznego uzyskuje się zazwyczaj informację o łącznej liczbie mieszków w badanym materiale i/lub ich gęstości, odsetku mieszków telogenowych i odsetku mieszków zminiaturyzowanych. Niektóre pracownie histopatologiczne oceniają również średnią grubość włosów, jednak wydaje się, że tę informację można łatwiej uzyskać za pomocą innych niż histopatologia badań diagnostycznych, w tym w szczególności badania trichoskopowego.

FOTOTRICHOGRAM

Fototrichogram jest badaniem nieinwazyjnym, które opiera się na wykonywaniu fotografii macro skóry owłosionej głowy. Po ogoleniu fragmentu skóry głowy wykonuje się pierwszą fotografię, a po około 72 godzinach ponowną fotografię. Włosy anagenowe urosną na długość około 1 mm, natomiast włosy telogenowe będą praktycznie niewidoczne. Widoczne będą jedynie ujścia mieszków włosowych. Daje to podstawę do obliczenia stosunku włosów anagenowych do telogenowych.
Udoskonaleniem tej metody jest fototrichogram wzmocniony kontrastem (ang. contrast-enhanced phototrichogram – CE-PTG), który dodatkowo umożliwia obserwowanie cienkich i jasnych łodyg włosów meszkowych [11–13].

TRICHOSKAN

Trichoskan (Trichoscan®) jest skomputeryzowaną wersją fototrichogramu. System pozwala na zautomatyzowane ustalenie odsetka włosów anagenowych i telogenowych w polu widzenia o powierzchni 0,25 cm² oraz ocenę gęstości włosów [14].

TRICHOSKOPIA

Trichoskopia jest nową metodą diagnostyczną, która opiera się na technice wideodermoskopii (ryc. 1.–3.). Metoda ta umożliwia obserwację i ocenę struktur na poziomie naskórka, granicy skórno-naskórkowej i górnych warstw skóry właściwej oraz włosów przy użyciu wi- deodermoskopu. Jest to technika cyfrowa pozwalająca na uzyskanie powiększeń obserwowanych zmian – 70-krotnych, ponad 100-krotnych lub jeszcze większych. Najczęściej stosuje się powiększenia 20-krotne i 70-krotne. Przy zachowanej dobrej rozdzielczości obrazu soczewka 20× umożliwia powiększenie około 1 cm² skóry owłosionej głowy, a soczewka 70× około 9 mm² do rozmiarów ekranu komputerowego.
W trichoskopii dokonuje się oceny wideodermoskopowej włosów oraz struktur skóry owłosionej głowy, w tym w szczególności lejków mieszków włosowych, stanowiących górną część kanału włosa, skóry otaczającej mieszek oraz naczyń mikrokrążenia. W niektórych przypadkach dodatkowe badanie włosów brwi lub rzęs i innego owłosienia pozwala na uzyskanie informacji istotnych diagnostycznie.
W 2009 roku Rakowska zaproponowała zunifikowany druk wyniku badania trichoskopowego (tab. I) oraz opracowała zakres norm dla populacji polskiej [15].
Jednym z najważniejszych postępów, jaki przynosi ze sobą trichoskopia, jest możliwość oceny struktury łodygi włosa bez konieczności pobierania włosów do badania metodą mikroskopii świetlnej. Trichoskopia pozwala na badanie skóry owłosionej głowy pod kątem włosów o nieprawidłowej strukturze i umożliwia rozpoznanie większości genodermatoz przebiegających z łysieniem, w tym w szczególności monilethrix, trichorrhexis nodosa i pilli annulati [7].
Trichoskopia stwarza również możliwość różnicowania łysienia androgenowego kobiet z przewlekłym łysieniem telogenowym. W tabeli II zestawiono kryteria trichoskopowego rozpoznania łysienia androgenowego kobiet. Trichoskopia pozwala na rozpoznanie włosów dystroficznych, resztkowych czy ułamanych, a także układających się koliście proksymalnych końców włosów pociąganych w trichotillomanii. Metoda ta umożliwia ponadto łatwo różnicować włosy wypadające z włosami łamiącymi się, co zazwyczaj nie jest proste w ocenie klinicznej lub ocenie innymi metodami diagnostycznymi.
Technikę wykonania badania oraz możliwości wykorzystania trichoskopii opisywano w ostatnich latach szeroko w piśmiennictwie dermatologicznym [16–18].

REFLEKSYJNA KONFOKALNA LASEROWA MIKROSKOPIA SKANINGOWA IN VIVO

Refleksyjna konfokalna laserowa mikroskopia skaningowa in vivo (ang. reflectance confocal scanning laser microscopy – R-CSLM) jest techniką nieinwazyjnego obrazowania naskórka i skóry, umożliwiającą ocenę szczegółów z dokładnością bliską histologicznej. Przybliżona głębokość penetracji wynosi 200–300 mm, co pozwala na wizualizację naskórkowej części mieszków włosowych oraz przekrojów włosów (ryc. 4.) [19, 20].
Pierwsze doniesienie na temat zastosowania R-CSLM w chorobach przebiegających z łysieniem opublikowano w 2008 roku [21]. Konieczne są dalsze badania nad możliwością wykorzystania tej metody w diagnostyce chorób włosów.
Należy podkreślić, że ostatnie lata przyniosły ogromny postęp w diagnostyce łysienia i nadal obserwuje się dynamiczny rozwój nowych technik badawczych. Jednocześnie zauważa się znacznie mniej dynamiczny rozwój metod terapeutycznych, które podążałyby za coraz dokładniejszą diagnostyką.

Piśmiennictwo

1. Vogt A., Mc Elwee K.J., Blume-Peytawi U.: Biology of the hair follicle. [w:] Hair growth and disorders. U. Blume-Peytavi, A. Tosti, D.A. Whiting, R.M. Trüeb (red.). Springer-Verlag, Berlin, 2008, 1-22.
2. Rebora A., Guarrera M., Baldari M., Vecchio F.: Distinguishing androgenetic alopecia from chronic telogen effluvium when associated in the same patient: a simple noninvasive method. Arch Derma-tol 2005, 141, 1243-1245.
3. Shapiro J., Wiseman M., Lui H.: Practical management of hair loss. Can Fam Physician 2000, 46, 1469-1477.
4. Piérard G.E., Piérard-Franchimont C., Marks R., Elsner P, EEMCO group (European Expert Group on Efficacy Measurement of Cosmetics and other Topical Products): EEMCO guidance for the assessment of hair shedding and alopecia. Skin Pharmacol Physiol 2004, 17, 98-110.
5. Blume-Peytawi U., Hillmann K., Guarrera M.: Hair growth assesement techniques. [w:] Hair growth and disorders. U. Blume-Peytavi, A. Tosti, D.A. Whiting, R.M. Trüeb (red.). Springer-Verlag, Berlin, 2008, 125-157.
6. Rushton D.H., De Brouwer B., De Coster W., Van Neste D.: Comparative evaluation of scalp hair by phototrichogram and unit area trichogram analysis within the same subjects. Acta Derm Venereol (Stockh) 1993, 73, 150-153.
7. Rakowska A., Slowinska M., Kowalska-Oledzka E., Rudnicka L.: Trichoscopy in genetic hair shaft abnormalities. J Dermatol Case Rep 2008, 2, 14-20.
8. de Cássia Comis Wagner R., Kiyohara P.K., Silveira M., Joekes I.: Electron microscopic observations of human hair medulla. J Microsc 2007, 226, 54-63.
9. Whiting D.A.: Histology of the human hair follicle. [w:] Hair growth and disorders. U. Blume-Peytavi, A. Tosti, D.A. Whiting, R.M. Trüeb (red.). Springer-Verlag, Berlin, 2008, 107-123.
10. Sellheyer K., Bergfeld W.F.: Histopathologic evaluation of alopecias. Am J Dermatopathol 2006, 28, 236-259.
11. Van Neste D.: Female patients complaining about hair loss: documentation of defective scalp hair dynamics with contrast-enhanced phototrichogram. Skin Res Technol 2006, 12, 83-88.
12. Van Neste D., Trüeb R.M.: Critical study of hair growth analysis with computer-assisted methods. J Eur Acad Dermatol Venereol 2006, 20, 578-583.
13. Van Neste D.: Contrast enhanced phototrichogram (CE-PTG): an improved non-invasive technique for measurement of scalp hair dynamics in androgenetic alopecia – validation study with histology after transverse sectioning of scalp biopsies. Eur J Dermatol 2001, 11, 326-331.
14. Hoffmann R.J: TrichoScan. Combining epiluminescence microscopy with digital image analysis for the measurement of hair growth in vivo. Eur J Dermatol 2001, 11, 362-368.
15. Rakowska A., Kowalska-Olędzka E., Rudnicka L., Słowińska M.: Trichoscopic criteria of female pattern hair loss. J Am Acad Dermatol 2009, 60, AB98.
16. Rudnicka L., Olszewska M., Rakowska A., Kowalska-Oledzka E., Slowinska M.: Trichoscopy: a new method for diagnosing hair loss. J Drugs Dermatol 2008, 7, 651-654.
17. Tosti A., Gray J.: Assessment of hair and scalp disorders. J Investig Dermatol Symp Proc 2007, 12, 23-27.
18. Ross E.K., Vincenzi C., Tosti A.: Videodermoscopy in the evaluation of hair and scalp disorders. J Am Acad Dermatol 2006, 55, 799-806.
19. González S., Gilaberte-Calzada Y.: In vivo reflectance-mode confocal microscopy in clinical dermatology and cosmetology. Int J Cosmet Sci 2008, 30, 1-17.
20. Branzan A.L., Landthaler M., Szeimies R.M.: In vivo confocal scanning laser microscopy in dermatology. Lasers Med Sci 2007, 22, 73-82.
21. Rudnicka L., Olszewska M., Rakowska A.: In vivo reflectance confocal microscopy: usefulness for diagnosing hair diseases. J Dermatol Case Rep 2008, 2, 55-59.

ADRES DO KORESPONDENCJI:

dr hab. n. med. Małgorzata Olszewska
Klinika Dermatologiczna
Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego,
ul. Koszykowa 82a,
02-008 Warszawa
e-mail: malgorzata.olszewska@wum.edu.pl

Otrzymano: 27 II 2009 r.
Zaakceptowano: 20 V 2009 r.