Analiza flory bakteryjnej owrzodzeń żylnych u pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Kielcach w latach 2006–2010

Wprowadzenie

Przewlekła niewydolność żylna (PNŻ) jest zdefiniowana jako zespół objawów związanych z utrwalonym zaburzeniem odpływu krwi żylnej z kończyn dolnych [1]. Częstość występowania PNŻ różni się w zależności od regionu geograficznego i jest największa w krajach zachodnich, gdzie jej występowanie szacuje się na 40–60% u kobiet i 15–30% u mężczyzn, a wskaźniki te zwiększają się odpowiednio do wieku chorych [1–4]. Schorzenie stanowi ważny problem zarówno leczniczy, jak i ekonomiczny, gdyż pacjenci wymagają wielospecjalistycznej opieki internistycznej, ortopedycznej, chirurgicznej i dermatologicznej prowadzonej przez wiele lat.

Od 1995 roku do oceny stopnia zaawansowania klinicznego PNŻ w praktyce klinicznej wykorzystuje się sześciostopniową skalę CEAP ustaloną przez American Venous Forum, według której klasa 0 to brak objawów klinicznych, klasa 1 – obecne teleangiektazje i żyły siateczkowate, klasa 2 – obecne żylaki, klasa 3 – obrzęki kończyn dolnych bez zmian skórnych, klasa 4 – obecne zmiany skórne, przebarwienia spowodowane odkładaniem się hemosyderyny oraz wyprysk podudzi, świąd, lipodermatosclerosis (stwardnienie, zwłóknienie skóry i tkanki podskórnej), klasa 5 – owrzodzenie, które leczono i które się zagoiło, klasa 6 – owrzodzenia otwarte, niepoddające się leczeniu [5].

Częstość występowania owrzodzeń podudzi w populacji europejskiej wynosi około 1%, z czego 80% spowodowanych jest PNŻ [6]. Czynnikami sprzyjającymi powstawaniu owrzodzeń w przebiegu PNŻ są nadwaga, nadciśnienie tętnicze, choroby tętnic, cukrzyca, choroby metaboliczne, schorzenia immunologiczne, zaburzenia hormonalne i palenie tytoniu [7–9]. Patomechanizm powstawania owrzodzeń okazuje się złożony i wieloczynnikowy. Jednym z elementów, który niewątpliwie ogrywa istotną rolę w tym procesie, jest flora bakteryjna. Wszystkie przewlekłe rany są zasiedlane przez mikroorganizmy, nie udało się jednak dotąd ustalić, czy konkretne gatunki mikroflory wpływają na długość utrzymywania się rany. Wpływ współistniejącej w obrębie owrzodzeń flory bakteryjnej na procesy gojenia nie jest jednoznaczny, niewątpliwie jednak przewlekła rana stanowi doskonałe podłoże dla rozwoju flory bakteryjnej. Mikroflora przewlekłych owrzodzeń podudzi jest zazwyczaj złożona z wielu mikroorganizmów, co potwierdzają badania z użyciem nowych technik molekularnych [6, 10, 11]. Izolacje z użyciem konwencjonalnych metod wykazują obecność od 1,6 do 4,4 gatunku w wymazach z jednego owrzodzenia [10, 12–15]. Rozpoznanie infekcji rany ustala się na podstawie obrazu klinicznego, mniejszą rolę odgrywają natomiast analizy mikrobiologiczne ze względu na powszechną obecność bakterii w przewlekłych ranach [10, 16]. Wyniki posiewów mikrobiologicznych są pomocne w praktyce klinicznej, gdyż razem z oceną stanu klinicznego potwierdzają infekcyjne tło stanu zapalnego w ranie i pomagają w doborze właściwej celowanej antybiotykoterapii.

Cel pracy

Analiza jakościowa i ilościowa flory bakteryjnej kolonizującej owrzodzenia żylne, zmienności tej flory w latach 2006–2010 oraz zależność kolonizacji bakteryjnych od współistnienia cukrzycy.

Materiał i metodyka

Przeanalizowano wymazy z ran 200 losowo wybranych chorych z owrzodzeniami żylnymi hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Kielcach w latach 2006–2010, po 40 chorych z każdego roku. Średnia wieku pacjentów wynosiła 69,84 roku (najmłodszy pacjent miał 29 lat, najstarszy 92 lata).

Posiew z ran pobierano przy przyjęciu pacjenta do szpitala, przed rozpoczęciem leczenia przeciwbakteryjnego. Po wcześniejszym zdjęciu opatrunków i przemyciu rany solą fizjologiczną pobierano przy użyciu jałowej pałeczki wymaz na podłoże transportowe. Następnie materiał przekazywano do badania mikrobiologicznego prowadzonego w Pracowni Mikrobiologii WSzZ w Kielcach.

Różnicowanie drobnoustrojów do gatunku przeprowadzano na podstawie firmowych podłoży namnażająco-różnicujących (bioMerieux, Polska):

1) Mannitol Salt Agar (podłoże Chapmana) – do izolacji gronkowców,

2) Blood Agar Base z 5-procentowym dodatkiem odwłóknionej krwi baraniej – do izolacji paciorkowców oraz innych bakterii o wysokich wymaganiach wzrostowych,

3) podłoże McConkeya do izolacji drobnoustrojów Gram-ujemnych,

4) D-coccosal Agar – do izolacji bakterii z grupy Enterococcus.

Identyfikację drobnoustrojów przeprowadzono na podstawie firmowych (bioMerieux, Polska) systemów identyfikacyjnych automatycznych i półautomatycznych:

1) ID 32 STAPH lub karta GP (Vitek 2 compact) – identyfikacja drobnoustrojów Staphylococcus, Micrococcus, Stomatococcus, Aerococcus;

2) ID 32 STREP lub karta GP – identyfikacja paciorkowców i gatunków pokrewnych;

3) ID 32 GN lub karta GN – identyfikacja drobnoustrojów Gram-ujemnych.

Lekowrażliwość i mechanizmy lekooporności oznaczono metodami:

1) dyfuzyjno-krążkową (Oxoid),

2) półautomatyczną (paski ATB – bioMerieux),

3) automatyczną (karta AST – bioMerieux),

4) pasków gradientowych (Etest).

Do analizy statystycznej użyto testu t Studenta dla grup niezależnych.

Wyniki

Wykonano 200 badań mikrobiologicznych, z których 197 (98,5%) było dodatnich. Najczęściej hodowano następujące patogeny: Staphylococcus aureus (48%), Pseudomonas aeruginosa (26,5%), Enterococcus faecalis (22%), Proteus mirabilis (14%) i Escherichia coli (14%) oraz Candida albicans (10,5%) (ryc. 1.).

Analizę flory bakteryjnej prowadzono w 6 grupach, do których włączono wyhodowane szczepy bakteryjne. Bakterie Gram-dodatnie podzielono na 4 grupy: grupa I – Staphylococcus aureus, grupa II – Streptococcus, grupa III – Enterococcus i grupa IV – laseczki i ziarenkowce Gram-dodatnie. Bakterie Gram-ujemne podzielono na dwie grupy: grupa V – niefermentujące glukozy, grupa VI – fermentujące glukozę (tab. I).

Przeanalizowano zmianę częstości izolacji w grupach bakterii w ciągu 5 lat. Obserwowano istotne statystycznie zmniejszenie izolacji bakterii grupy I z 23,85% w 2006 roku do 17,78% w 2010 roku (t = –2,283397), istotny wzrost izolacji bakterii z grupy III z 6,48% w 2007 roku do 12,22% w 2009 roku (t = 2,02949). Ponadto obserwowano stale utrzymującą się dużą liczbę bakterii z grupy VI, z istotnym wzrostem izolacji w 2009 roku do 38,7%, w stosunku do 29,8% w 2006 roku (t = 2,127055). Grupa V, obejmująca bakterie Gram-ujemne, wykazywała również tendencje wzrostowe z 18,35% w 2006 roku do 22,2% w 2010 roku, poza znacznym zmniejszeniem izolacji do 12,9% w 2009 roku (ryc. 2.).

Przeanalizowano również zmianę ilościową najczęściej hodowanych bakterii w latach 2006–2010. W grupie badanych chorych istotnie zmniejszyła się częstość izolacji Staphylococcus aureus z 23,85% w 2005 roku do 17,77% w 2010 roku (t = –2,283397), Escherichia coli z 6,42% w 2006 roku do 4,44% w 2010 roku oraz Proteus mirabilis z 5,5% w 2006 roku do 3,33% w 2010 roku. Znamiennie zwiększyła się liczba izolatów Pseudomonas aeruginosa z 8,26% w 2006 roku do 13,3% w 2010 roku oraz Enterococcus faecalis z 4,59% w 2006 roku do 12,2% w 2010 roku, nie były to jednak różnice istotne statystycznie (ryc. 3.).

W analizie rozkładu procentowego w grupach bakterii nie stwierdzono istotnych różnic w częstości występowania izolatów u pacjentów z cukrzycą i bez cukrzycy (ryc. 4.).

Spośród najczęściej izolowanych bakterii obserwowano częstsze występowanie u chorych na cukrzycę Proteus mirabilis (10,65%) w stosunku do pacjentów bez cukrzycy (3,95%) (t = 2,778726) oraz Pseudomonas aeruginosa, odpowiednio 12,3% vs 10%. Częściej natomiast izolowano Escherichia coli u pacjentów bez cukrzycy niż u osób z cukrzycą (odpowiednio 6,31% vs 3,27%) (ryc. 5.).

Badanych chorych przyporządkowano do 4 grup w zależności od czasu trwania owrzodzeń: grupa 1. – poniżej 1 roku, grupa 2. – 1–4 lat, grupa 3. – 5–9 lat, grupa 4. – 10 lat i więcej.

Największą liczbę izolacji bakterii z grupy I (21,52%) obserwowano u chorych z owrzodzeniami trwającymi 10 lat i dłużej, u chorych tych najrzadziej hodowano bakterie z grupy III, natomiast u chorych z owrzodzeniami trwającymi poniżej 1 roku znacznie częściej niż u pozostałych chorych izolowano bakterie z grupy III i IV. W owrzodzeniach trwających 5–9 lat i 10 lat lub więcej obserwowano istotnie więcej zakażeń bakteriami z grupy V w stosunku do owrzodzeń trwających poniżej 1 roku (t = –2,20468 i t = 2,22179) (ryc. 6.).

Wśród 502 szczepów bakterii wyhodowanych z wymazów z owrzodzeń u chorych leczonych przez autorów niniejszej pracy było również 27 patogenów alarmowych, co stanowi 5,38% wszystkich patogenów. Zgodnie z programem ARPAC (ang. Antibiotic Resistance: Prevention and Control) do grupy drobnoustrojów alertowych (drobnoustrojów opornych, stwarzających ryzyko wystąpienia epidemii), zaliczono szczepy MRSA, VRE (enterokoki oporne na glikopeptydy), pałeczki Gram-ujemne Klebsiella pneumoniae oporne na III generację cefalosporyn, Escherichia coli oporne na fluorochinolony, Acinetobacter spp. oporne na karbapenemy i Pseudomonas aeruginosa charakteryzujące się brakiem wrażliwości na karbapenemy, fluorochinolony, aminoglikozydy i ceftazydym. Rozkład patogenów alarmowych w badanej grupie chorych przedstawiono w tabeli II.

Omówienie

Przewlekłe rany, do których należą owrzodzenia żylne, dotyczą około 3% ludzi powyżej 60. roku życia. Znaczna część z nich jest leczona antybiotykami, zarówno miejscowo, jak i ogólnie. W dwóch badaniach prowadzonych przez ośrodki europejskie wykazano, że powyżej 60% pacjentów leczonych z powodu przewlekłych ran otrzymywało w ciągu ostatnich 6–12 miesięcy długo trwającą kurację przeciwbakteryjną [17, 18].

Na przebieg gojenia w ranie wpływa wiele czynników, zarówno egzogennych, jak i endogennych. Nie ulega wątpliwości, że jednym z nich jest kolonizacja powierzchni owrzodzenia przez bakterie patogenne. Owrzodzenia żylne często są zasiedlone przez liczne mikroorganizmy, które nie powodują objawów zapalenia [19]. Przyjmuje się, że objawy zapalenia dla Staphylococcus występują powyżej stężenia 105 w 1 γ tkanki. Wyniki hodowli z materiału pobranego w trakcie biopsji i z aspiratów tkankowych są z całą pewnością bardziej miarodajne niż wymazy pobierane z powierzchni owrzodzeń. Liczna flora bakteryjna, zasiedlając powierzchnię rany, powoduje wzrost aktywności makrofagów, neutrofilów, a w konsekwencji destrukcję tworzącej się macierzy pozakomórkowej i nowej tkanki [6, 8].

Zależność pomiędzy owrzodzeniem i florą bakteryjną ocenia się na czterech poziomach: kontaminacja, kolonizacja, krytyczna kolonizacja i infekcja. Przyjmuje się, że kontaminacja i kolonizacja nie wpływają na proces gojenia się rany, ale trudno czasem określić wyraźną granicę między kolonizacją a infekcją. Termin „krytyczna kolonizacja” odnosi się do sytuacji, kiedy flora bakteryjna zaczyna wywierać wpływ na procesy gojenia, a o infekcji mówi się, gdy w ranie występuje ropna wydzielina lub więcej niż dwa objawy zapalenia (rumień, wzmożone ucieplenie, bolesność, naciek zapalny) [10, 20].

W badaniu własnym wzięło udział 200 losowo wybranych pacjentów hospitalizownaych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w latach 2006–2010, z rozpoznanymi owrzodzeniami żylakowymi. Po przeanalizowaniu wymazów pobranych z ran najczęściej izolowaną bakterią był Staphylococcus aureus, kolejne to Pseudomonas aeruginosa, Enterococcus faecalis oraz Escherichia coli i Proteus mirabilis. Wyniki te odpowiadają innym opracowaniom dostępnym w piśmiennictwie, w których rozkład patogenów jest podobny [6, 21, 22].

Gronkowiec złocisty jest najbardziej patogenną bakterią z grupy gronkowców, głównie z powodu wydzielania toksyn: enterotoksyny typu A–E, eksfoliatyny, toksyny nr 1 zespołu wstrząsu toksycznego [23]. Bakteria ta może kolonizować 10–40% zdrowej populacji, a znamiennie większy odstetek kolonizacji opisuje się u pacjentów hospitalizowanych i u chorych na atopowe zapalenie skóry [24–28]. W badaniu własnym częstość występowania tego patogenu zmniejszyła się z 23,85% w 2006 roku do 17,77% w 2010 roku. Jest to tendencja obserwowana w innych krajach europejskich [24]. Częstość ta zmniejszyła się odpowiednio do wzrostu izolacji Enterococcus faecalis z 4,59% w 2006 roku do 12,2% w 2010 roku i Pseudomonas aeruginosa z 8,26% w 2006 roku do 13,3% w 2010 roku. Na podstawie obserwowanych w ciągu ostatnich 5 lat zmian w rozkładzie w grupach bakterii Gram-dodatnich i Gram-ujemnych widoczna jest tendencja do zmniejszania się częstości występowania gronkowca złocistego i narastania występowania bakterii Gram-ujemnych niefermetujących glukozy oraz Gram-dodatnich z gatunku Enterococcus. Być może fakt ten wiąże się ze stosowaniem w ostatnich latach środków antyseptycznych: poliheksanidu i oktenidyny, a także ze stosowaniem aktywnych opatrunków ze srebrem, które miały zmniejszyć przede wszystkim częstość występowania patogenu alertowego, jakim jest Staphylococcus aureus MRSA, a które są mniej skuteczne w eliminacji patogenów Gram-ujemnych [28].

Nie zaobserwowano zależności w rozkładzie głównych grup patogenów u chorych na cukrzycę i u pacjentów bez cukrzycy, natomiast widoczna była częstsza kolonizacja bakteriami Gram-ujemnymi – Proteus mirabilis i Pseudomonas aeruginosa – u chorych na cukrzycę. Podobne wyniki otrzymali Basu i wsp. [29].

Przeanalizowano również rozkład hodowanych bakterii w zależności od czasu trwania owrzodzenia. Obserwowano częstsze izolacje bakterii Gram-ujemnych w owrzodzeniach trwających dłużej niż 1 rok. Fakt ten wiąże się prawdopodobnie z częstymi hospitalizacjami chorych z przewlekłymi owrzodzeniami i nabywaniem przez nich flory szpitalnej oraz jej antagonistycznego działania w stosunku do flory pierwotnie kolonizującej owrzodzenia.

Przeprowadzono analizę patogenów alarmowych wyhodowanych z wymazów z ran, ale mając na uwadze to, że w pracy własnej ograniczono liczbę badanych mikrobiologicznie pacjentów do losowo wybranej grupy, odsetek tych izolatów nie odzwierciedla ich faktycznego udziału w całej populacji bakterii wyhodowanych ze wszystkich materiałów z ran u pacjentów leczonych w danym roku. Stwierdzanie patogenów alertowych w wykonywanych badaniach jest dla autorów ważnym sygnałem potwierdzającym ogólny kierunek obserwowany we wszystkich placówkach lecznictwa zamkniętego, którym jest nabywanie antybiotykooporności przez izolowane szczepy bakterii. Prawdopodobnie ważną rolę w tym procesie odgrywa biofilm, jaki tworzą bakterie zasiedlające przewlekłe rany. Ta trójwymiarowa struktura pozwala różnym gatunkom, zarówno Gram-dodatnim, jak i Gram-ujemnym, wymieniać między sobą poprzez polisacharydową otoczkę składniki odżywcze, które mogą wpływać na ekspresję genów [30]. Komunikacja międzykomórkowa w biofilmie pozwala organizmom w nim żyjącym na przejście w fazę wolnego wzrostu w niekorzystnych warunkach środowiskowych, przez co stają się one mniej podatne na działające na nie środki chemiczne. Wykazano, że Staphylococcus aureus żyjący w biofilmie jest 50–1000 razy mniej wrażliwy na antybiotykoterapię niż ta sama bakteria wolno żyjąca [31]. Flora bakteryjna przewlekłych ran jest zazwyczaj wielogatunkowa, co sprzyja wymianie materiału genetycznego pomiędzy poszczególnymi bakteriami. Nie jest zaskakujące, że dwie pierwsze izolacje gronkowca złocistego wankomycynoopornego w Stanach Zjednoczonych uzyskano od pacjentów z przewlekłą raną [32, 33]. Osoby z przewlekłymi owrzodzeniami są szczególnie predysponowane do nabycia nosicielstwa oraz rozprzestrzeniania patogenów alertowych [34]. Należy zawsze brać pod uwagę ryzyko przeniesienia szczepów alertowych na innych chorych. Stopień takiego ryzyka nie jest obecnie znany, ale w badaniach potwierdzono przedostawanie się bakterii do powietrza podczas zmian opatrunków [35]. Nie jest jasne, czy obecność antybiotykoopornych bakterii w owrzodzeniu wpływa na proces gojenia się rany, ale w badaniu Cosgrove’a i wsp. z 2003 roku stwierdzono, że koszty hospitalizacji pacjentów z infekcjami wywołanymi przez szczepy antybiotykooporne są 1,3–2 razy wyższe niż u pacjentów z infekcją wywołaną zwykłą florą bakteryjną [36].

Skład flory bakteryjnej hodowanej z przewlekłych owrzodzeń może mieć znaczenie w podejmowaniu decyzji terapeutycznych, gdy należy wdrożyć leczenie empiryczne antybiotykami. Gromadzenie danych opisujących skład jakościowy flory bakteryjnej pacjentów hospitalizowanych na oddziale dermatologii oraz częstość występowania patogenów alertowych może pomóc w opracowaniu strategii terapeutycznych w postępowaniu z pacjentami z przewlekłymi owrzodzeniami.

Piśmiennictwo

 1. Żmudzińska M., Czarnecka-Operacz M.: Przewlekła niewydolność żylna – aktualny stan wiedzy. Część I – patomechanizm, objawy, diagnostyka. Post Dermatol Alergol 2005, 22, 65-69.  

2. Grzela T., Jawień A.: Epidemiologia przewlekłej niewydolności żylnej. Przew Lek 2004, 8, 29-32.  

3. Jawień A.: Epidemiologia przewlekłej niewydolności żylnej w Polsce. Choroby żył. Servier, 2001, 24, 1-3.  

4. Dzieciuchowicz Ł., Krasiński Z., Motowidlo K., Gabriel M.: The etiology and influence of age and gender on the development of advanced chronic venous insufficiency in the population of patients of semi-urban county outpatient vascular clinic in Poland. Ann Epidemiol 2005, 15, 175-184.  

5. Agus G.B., Allegra C., Antignani P.L., Arpaia G., Bianchini G., Bonadeo P. i inni: Guidelines for the diagnosis and therapy of the vein and lymphatic disorders. Int Angiol 2005, 24, 107-168.  

6. Żmudzińska M., Czarnecka-Operacz M., Silny W.: Bacterial flora of leg ulcers in patients admitted to Department of Dermatology, Poznań University of Medial Sciences, during the 1998-2002 period. Acta Dermatovenerol Croat 2005, 13, 168-172.  

7. Trznadel-Budźko E., Kaszuba A.: Owrzodzenia podudzi w przebiegu przewlekłej niewydolności żylnej. Przew Lek 2003, 6, 41-45.  

8. Gliński W., Langner A., Chodynicka B.: Postępowanie diagnostyczne, terapeutyczne i profilaktyka żylakowych owrzodzeń podudzi. Konsensus Polskiego Towarzystwa Dermatologicznego. Medipress Dermatologia 2000, 5, 4-11.  

9. Michalak J., Andziak P.: Owrzodzenia żylne goleni. Medipress Dermatologia 2000, 4, 19-25.

10. Howell-Jones R.S., Wilson M.J., Hill K.E., Howard A.J., Price P.E., Thomas D.W.: A review of the microbiology, antibiotic usage and resistance in chronic skin wounds. J Antimicrob Chemother 2005, 55, 143-149.

11. Davies C.E., Hill K.E., Wilson M.J., Stephens P., Hill C.M., Hading K.G i inni: Use of 16S ribosomal DNA PCR and denaturing gradient gel electrophoresis for analysis of the microfloras of healing and nonhealing chronic venous leg ulcers. J Clin Microbiol 2004, 42, 3549-3557.

12. Tentolouris N., Jude E.B., Smirnof I., Knowles E.A., Boulton A.J.: Methicillin-resistant Staphylococcus aureus: an increasing problem in diabetic foot clinic. Diabet Med 1999, 16, 767-771.

13. Bowler P.G., Davis B.J.: The microbiology of acute and chronic wounds. Wounds 1999, 11, 72-78.

14. Urbacic-Rovan V., Gubina M.: Infection in superficial diabetic foot ulcers. Clin Infect Dis 1997, 25, 184-185.

15. Kontiainen S., Rinne E.: Bacteria in ulcera crurum. Acta Derm Venereol 1988, 68, 240-244.

16. Kingsley A.: A proactive approach to wound infection. Nursing Standard 2001, 15, 50-58.

17. Davies C.E., Hill K.E., Newcombe R.G., Stephens P., Wilson M.J., Harding K.G. i inni: A prospective study of the microbiology of chronic venous leg ulcers to reevaluate the clinical predictive value of tissue biopsies and swabs. Wound Repair Regen 2007, 15, 17-22.

18. Lipsky B.A., Hoey C.: Topical antimicrobial therapy for treating chronic wounds. Clin Infect Dis 2009, 49, 1541-1549.

19. White R.J., Cutting K., Kingsley A.: Topical antimicrobials in the control of wound bioburden. Ostomy Wound Manage 2006, 52, 26-58 .

20. Schultz G.S., Sibbald R.G., Falanga V., Avello E.A., Dowsett C., Harding K. i inni: Wound bed preparation a systemic approach to wound management. Wound Repair Regen 2003, 11, 1-28.

21. Kaszuba A., Seneczko F., Kozłowska M., Seneczko M., Spinek A., Mordaka R. i inni: Flora bakteryjna owrzodzeń goleni w przebiegu przewlekłej niewydolności obwodowego krążenia żylnego. Część II. Zależność częstości izolacji bakteryjnych od wybranych parametrów klinicznych owrzodzeń. Post Dermatol Alergol 2003, 20, 87-91.

22. Kaszuba A., Seneczko F., Kozłowska M., Seneczko M., Spinek A., Mordaka R. i inni: Flora bakteryjna owrzodzeń goleni w przebiegu przewlekłej niewydolności obwodowego krążenia żylnego. Część I. Częstość izolacji i skład jakościowy flory bakteryjnej. Post Dermatol Alergol 2003, 20, 15-21.

23. Virella G.: Mikrobiologia i choroby zakaźne, Wydawnictwo Urban&Partner, Wrocław, 2000, 71-72.

24. Körber A., Schmid E.N., Buer J., Klode J., Schadendorf D., Dissemond J.: Bacterial colonization of chronic leg ulcers: current results compared with data 5 years ago in specialized dermatology department. JEADV 2010, 24, 1017-1025.

25. Hoeger P.H., Lenz W., Boutonnier A., Fournier J.M.: Staphylococcal skin colonization in children with atopic dermatitis : prevalence and transmission of toxic and nontoxic strains. J Infect Dis 1992, 165, 1064-1068.

26. Kac G., Buu-Hoi A., Herission E., Biancardini P., Debure C.: Methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Nosocomial acquisition and carrier state in a wound care center. Arch Dermatol 2000, 136, 735-739.

27. König D.P., Randerth O., Hackenbroch M.H.: Nosocomial infections with methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) and epidermidis (MRSE) strains. Their importance, prophylaxis and therapy in orthopedic surgery. Unfallchirurg 1999, 102, 324-328.

28. Körber A., Seipp H.M.: Biofilm, fibrin, resistances – antibacterial measures with focus on polihexanide. EWMA J 2008, 8 (Suppl 2), 315.

29. Basu S., Ramchuran Panray T., Bali Singh T., Gulati A.K., Shukla V.K.: A prospective study to identify the microbial profile of chronic wounds in outpatients. Ostomy Wound Manage 2009, 55, 14-20.

30. Wilson M.: Bacterial biofilms and human disease. Science Progress 2001, 84, 225-254.

31. Ceri H., Olson M.E., Stremick C., Read R.R., Morck D., Buret A.: The Calgary Biofilm Device: new technology for rapid determination of antibiotic susceptibilities of bacterial biofilms. J Clin Microbiol 1999, 37, 1771-1776.

32. Centers for Disease Control and Prevention: Staphylococcus aureus resistant to vancomycin-United States, 2002. Morb Mortal Wkly Rap 2002, 51, 565-567.

33. Centers for Disease Control and Prevention: Public Health Dispatch: vancomycin-resistant Staphylococcus aureus-Pennsylvania, 2002. Morb Mortal Wkly Rap 2002, 51, 902.

34. Colsky A.S., Kirsner R.S., Kerdel F.A.: Analysis of antibiotic susceptibilities of skin wound flora in hospitalized dermatology patients. The crisis of antibiotic resistance has come to surface. Arch Dermatol 1998, 134, 1006-1009.

35. Lawrence J.C., Lilly H.A., Kidson A.: Wound dressings and airbone dispersal of bacteria. Lancet 1992, 339, 807.

36. Cosgrove S.E., Carmeli Y.: The impact of antimicrobial resistance on health and economic outcomes. Clin Infect Dis 2003, 36, 1433-1437.