Artykuł oryginalny
Badania nad mechanizmem toksycznego oddziaływania neutrofilów na chondrocyty hodowane w różnych stężeniach tlenu

Wstęp
Neutrofile jako pierwsze zjawiają się w miejscach obszaru procesu zapalnego, dlatego też często są nazywane pierwszą linią obrony. Po ich aktywacji, na skutek kontaktu z czynnikami obcymi lub własnymi uszkodzonymi tkankami, obserwuje się wzrost zapotrzebowania na tlen oraz uwalnianie do środowiska dużych ilości aktywnych metabolitów tlenowych (AMT). To zjawisko, określone jako wybuch tlenowy (respiratory burst), jest spowodowane aktywacją NADPH oksydazy i jest uzależnione m.in. od NADPH wytwarzanego w cyklu pentozofosforanowym. Uruchomienie systemu NADPH oksydazy prowadzi do powstania czynników niezbędnych do dalszych przemian katalizowanych przez mieloperoksydazę (MPO) [1]. Już w 1972 r. Allen [2] udowodnił, że wskutek wytwarzania AMT w aktywnych neutrofilach zachodzi zjawisko chemiluminescencji (CL). CL pojawia się wówczas, gdy jeden z czynników powstających w wyniku reakcji chemicznych jest w stanie elektronowo wzbudzonym i powraca do stanu wyjściowego, emitując światło. Natężenie tego światła jest niezwykle małe, ale można je wzmocnić, dodając substancje o dużej wydajności kwantowej. Szerokie zastosowanie znalazła lucygenina (wzmocnienie CL zależnej od NADPH oksydazy) oraz luminol (wzmocnienie CL zależnej od MPO) [3, 4]. Do tej pory przeprowadzono wiele badań nad wzajemnymi interakcjami pomiędzy toksycznym oddziaływaniem komórek zapalnych, płynem stawowym a komponentami biorusztowań, na których zasiedla się komórki w celu rekonstrukcji danej tkanki [5]. Interakcje te są tak bardzo skomplikowane, że już w tej chwili można sądzić, że to właśnie one, a nie sama hodowla komórek czy ich późniejsza implantacja, mogą być głównym problemem inżynierii tkankowej. Proces przekształcania się różnych typów komórek w komórki chrząstki powinien odbywać się w warunkach maksymalnie odzwierciedlających warunki panujące w jamie stawu in vivo. W przekroju chrząstki występują bardzo znaczne różnice w wartościach stężenia tlenu. Na jej powierzchni wynosi ono do 10%, w warstwie środkowej 1–6%, natomiast w warstwach położonych najgłębiej warunki są już praktycznie beztlenowe [6]. Z tych powodów w wyniku ewolucyjnej adaptacji komórki chrząstki przystosowały się do pozyskiwania energii na drodze beztlenowej glikolizy, a konieczność zachowania niskich ciśnień tlenu do utrzymania fenotypu chondrocytów została wykazana już w 1969 r. [7]. Ostatnio pojawiły się doniesienia, że standardowe warunki hodowli komórek chrząstki (21% tlenu) są jednak dla nich zdecydowanie niekorzystne [8, 9]. Komórki takie znajdują się bowiem w warunkach stresu oksydacyjnego, polegającego – w dużym skrócie – na przewadze produkcji aktywnych metabolitów tlenowych nad możliwościami ich detoksykacji. Badania nad wpływem zróżnicowanych ciśnień tlenu na chondrocyty prowadzono w standardowych warunkach hodowli, przy różnych stężeniach tlenu (w granicach 2–21%). Oznaczano poziom wolnej energii – adenozynotrójfosforanu (ATP), parametry stresu oksydacyjnego – poziom peroksydacji lipidów (LPO) oraz poziomy aktywności enzymów inaktywujących aktywne metabolity tlenowe – katalazy (KAT), dysmutazy ponadtlenkowej (SOD) oraz peroksydazy glutationowej (GPx). Celem badań było określenie stopnia zaawansowania stresu oksydacyjnego w chondrocytach hodowanych w różnych stężeniach tlenu oraz określenie mechanizmu i zakresu uszkodzeń, jakie mogą powodować neutrofile infiltrujące implanty z chondrocytami.


Materiał i metody
Odczynniki
Zymosan A (OZ) oraz ester forbolu (PMA – phorbol 12-myristste 13 acetate) otrzymano z firmy Sigma. Luminol (lum.-5-amino-2,3-dihydroftalazyno-1,4-dion), lucygeninę (luc.-dwuazotan10,10”-dimetylo-9,9”-dis-akrydynowy) oraz fMLP (n-formylo-metionylo-leucylo-fenyloalanian) dostarczyła firma SERVA. Gradisol G otrzymano z firmy Polfa Kutnowskie Zakłady Farmaceutyczne, a PBS (zbuforowany roztwór 0,9% NaCl z CaCl₂ i MgCl₂) z firmy BIO-MED w Lublinie. RPMI 1640 z L-glutaminą otrzymano z Wytwórni Surowic i Szczepionek w Lublinie. Antybiotyki – penicylina i streptomycyna pochodziły z Polfy Tarchomin. Kolagenazę otrzymano z firmy SERVA, surowicę cielęcą (NCS) z Bio-Whittaker. Firma Sigma dostarczyła DMEM/F12, amfoterycynę, hialuronidazę i trypsynę/EDTA.
Izolacja neutrofilów z obwodowej krwi żylnej
Krew obwodową ochotników (mężczyźni w wieku 25–45 lat) otrzymano z Instytutu Hematologii w Warszawie. Do izolacji komórek z krwi obwodowej wykorzystano technikę wirowania w gradiencie gęstości przy użyciu Gradisolu G, stosowano również wstrząs hipotoniczny w celu wyeliminowania erytrocytów. Otrzymane komórki (98% neutrofilów) zawieszano w PBS i przetrzymywano w temp. 4^oC do momentu rozpoczęcia badań. Ich żywotność, określoną metodą barwienia z błękitem trypanu, oceniono na 96%.

Izolacja neutrofilów z płynu stawowego pacjentów chorych na reumatoidalne zapalenie stawów
Płyn stawowy, z którego izolowano neutrofile, otrzymano od 24 pacjentów z reumatoidalnym zapaleniem stawów (RZS) obu płci, w wieku 31–79 lat, leczonych w Instytucie Reumatologii w Warszawie. Liczba komórek w pobieranym płynie stawowym (SF) wahała się od 1x10⁷ do 1x10⁸/ml. Neutrofile stanowiły 75–98% wszystkich komórek (średnio 87%). Świeżo izolowany płyn stawowy był mieszany z RPMI 1640 (w proporcji 1:5) i wirowany. Komórki były 2-krotnie przemywane PBS, następnie przeprowadzano wirowanie w gradiencie Gradisolu G oraz wstrząs hipotoniczny. Neutrofile izolowane z SF, barwione techniką May-Grunewald-Giemsy, były morfologicznie prawidłowe, a ich żywotność wynosiła ponad 80% (barwienie z błękitem trypanu).
Przygotowywanie płynu stawowego
Płyn stawowy pobrano od 25 pacjentów chorych na RZS, leczonych w Instytucie Reumatologii. Płyn był pobierany i natychmiast wirowany w temp. 2±8^oC, przez 30 min, przy obrotach 10 000/min. Płyn po odwirowaniu został rozpipetowany na porcje 1 ml w probówkach Eppendorfa, które następnie przechowywano w temp. -20^oC.
Hodowle chondrocytów
Skrawki chrząstki ludzkiej, pobranej post-mortem od ludzi niechorujących na RZS, cięto skalpelem w warunkach sterylnych, zawieszano w mieszaninie antybiotyków (penicylina 200 j./ml, streptomycyna 200 µg/ml, amfoterycyna 2,5 µg/ml). Jeden gram mokrej masy był trawiony w 3–4 ml pożywki, trawienie przeprowadzano za pomocą hialuronidazy, trypsyny, a następnie na całą noc pozostawiano w 0,2% roztworze kolagenazy i odsączano na gazie młyńskiej, po czym zawieszano w pożywce. Skład pożywki: DMEM/F12 plus 5% NCS plus antybiotyki plus 10% L-glutaminy 200 mM, zawieszano w niej 1 mln komórek na 5 ml pożywki.
Pomiar chemiluminescencji
Do pomiarów CL wykorzystano Luminometr 1251 (Pharmacia LKB). Pomiar emisji światła (wartość CL) uznano za miarę aktywności neutrofilów. Podstawą do interpretacji pomiarów CL był odsetek maksymalnych przyrostów światła w określonym przedziale czasowym (30 min). Pomiary były przeprowadzane w temperaturze 37^oC. Badane próbki zawierały 1x10⁵ neutrofilów. Pomiary CL wykonywano z udziałem luminolu i lucygeniny (substancje wzmacniające emisję światła). Neutrofile, niezależnie od źródła ich pochodzenia, były aktywowane opsonizowanym zymosanem (OZ) oraz eksponowane na wzrastające stężenia płynu stawowego (SF) w zakresie 0–50% SF.
Pomiar NADPH oraz ATP
Oznaczenia poziomu ATP i NADPH prowadzono metodami bioluminescencyjnymi, z wykorzystaniem luminometru LKB-1251 (Wallac). Pomiar NADPH prowadzono przy zastosowaniu LKB-Wallac 1243-104 NADPH Monitoring Kit, zestaw ten jest przeznaczony do oznaczeń zredukowanego nukleotydu w zakresie stężeń 10^-10–10^-7 M. Schemat przeprowadzanych reakcji: 1) NADPH + FMN + H⁺ (NADPH:FMN oksydoreduktaza)→NADP⁺ + FMNH₂, 2) FMNH₂ + RCHO + O₂ (lucyferaza)→FMN + RCOOH + H₂O + światło. Poziom światła przeliczano na stężenie NADPH, stosując odpowiednie standardy zestawu. Pomiaru ATP dokonano przy zastosowaniu zestawu 1243-107 ATP Assay Kit (firmy LKB-Wallac). Schemat przeprowadzanych reakcji: ATP + lucyferyna + O₂ (lucyferaza)→oksylucyferyna + AMP + PPi + CO₂ + światło. Analogicznie jak w zestawie NADPH, odpowiednie standardy umożliwiały przeliczenie poziomu światła na stężenie ATP.
Oznaczenia biochemiczne
Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej (SOD) oznaczano metodą Misra i Fridovich [10], aktywność katalazy (KAT) metodą Beers i Sizer [11], aktywność peroksydazy glutationowej (GPx) metodą Paglia i Valentine [12], poziom glutationu (GSH i GSSG) oznaczano metodą fluorymetryczną Hissin i Hilf [13], natomiast oznaczanie peroksydacji lipidów (LPO) przeprowadzono metodą Kramera i wsp. [14]. Opsonizację zymosanu (OZ) przeprowadzono wg Jamesa i wsp. [15].
Wyniki
Badania nad mechanizmem
cytotoksyczności neutrofilów
Poziomy CL-lum. oraz CL-luc. neutrofilów stymulowanych 100 µl OZ w dwóch układach eksperymentalnych, w obecności glukozy lub bez niej, zostały przedstawione na ryc. 1. i 2. Obydwa typy chemiluminescencji są wyraŸnie zwiększone w obecności glukozy (ponaddwukrotnie w porównaniu z neutrofilami inkubowanymi bez glukozy), przy czym typowy wybuch oddechowy (respiratory burst) jest zauważalny jedynie wobec wyższych stężeń OZ. Zwraca uwagę fakt, że efekt nasilania CL w obecności glukozy jest efektem natychmiastowym i można go zauważyć już podczas pierwszych pomiarów (pierwsze minuty eksperymentów) (ryc. 1. i 2.). W tab. I zamieszczono dane dotyczące poziomu wolnego ATP w neutrofilach izolowanych z krwi obwodowej zarówno spoczynkowych, jak i stymulowanych przez OZ (w obecności glukozy lub bez niej). Zbadano również poziom ATP w neutrofilach izolowanych z płynu stawowego i aktywowanych poprzez kontakt z OZ (tab. II). W tab. I przedstawiono poziomy ATP oznaczone na neutrofilach jednego pacjenta (homogenat ze 100 000 komórek zawierał ATP w stężeniu ±5x10^-11 M), wyniki uzyskane z badań neutrofilów innych pacjentów (przebadano 8 pacjentów) nie różniły się między sobą. W żadnej z próbek od poszczególnych pacjentów i w żadnym układzie doświadczalnym nie stwierdzono znaczących zmian poziomu ATP podczas 30 min eksperymentu. Podobne wyniki uzyskano, badając neutrofile izolowane z płynu stawowego pacjentów z RZS, przy czym wyjściowy poziom wolnego ATP był w tych komórkach 2-krotnie niższy (homogenat ze 100 000 komórek zawierał ATP w stężeniu ±2,5x10^-11 M) (tab. II). W tab. II przedstawiono wyniki uzyskane w próbkach od jednego pacjenta, w wynikach uzyskanych w próbkach od 8 pozostałych pacjentów nie odnotowano znaczących zmian w poziomie ATP z tym, że zanotowano duże różnice w wyjściowym poziomie ATP w neutrofilach izolowanych z płynu stawowego. Poziom wolnej energii (w homogenatach uzyskanych ze 100 tys. komórek) wahał się w granicach 1,75÷6,21x10^-11 M. W żadnym ze stosowanych modeli doświadczalnych nie zanotowano istotnych zmian w poziomach ATP w neutrofilach izolowanych z krwi czy SF w czasie do 30 min od ich aktywacji przez kontakt z OZ (tab. I i II). W dalszych eksperymentach zastosowano 2-deo- ksy-glukozę (DOG), niemetabolizowalną pochodną glukozy, blokującą proces glikolizy. Na ryc. 3. i 4. przedstawiono wpływ DOG na oba rodzaje CL (lum.- i luc.-zależną). Neutrofile krwi obwodowej i izolowane z płynu stawowego były eksponowane na DOG, zastosowaną w szerokim zakresie stężeń, 10^-3–10^-8 M. Na rycinach przedstawiono jedynie wybrane wyniki. Najwyższe wartości CL-lum. i CL-luc. uzyskano przy stężeniach 10^-6 M DOG i niższych. Zarówno CL-luc., jak i CL-lum. zdecydowanie się obniżały dopiero w obecności DOG w stężeniu 10^-5 M i wyższym (10^-4÷10^-3 M – dane niezamieszczone). Wpływ dwóch wybranych stężeń DOG (10^-5 i 10^-6 M) na Cl-lum. i Cl-luc. neutrofilów izolowanych z SF pacjentów z RZS był słabiej zaznaczony w porównaniu z neutrofilami izolowanymi z krwi, tendencja hamowania CL jest identyczna we wszystkich 10 przebadanych przypadkach (ryc. 3., 4.). Na ryc. 5. przedstawiono wyniki eksperymentów ukazujących wpływ 30-minutowej inkubacji różnych stężeń DOG na poziomy ATP, NADPH w neutrofilach, zarówno izolowanych z krwi, jak i z SF pacjentów z RZS (warunki spoczynkowe i po stymulacji 50% SF i OZ). Zaobserwowano stopniowe zmniejszenie poziomu ATP, proporcjonalne do zastosowanego stężenia DOG, blokera glikolizy. Zwraca uwagę fakt, że ekspozycja neutrofilów stymulowanych OZ na DOG (w zakresie 10-4÷10^-3 M) nie nasila dalej procesu obniżenia poziomu ATP. Obie wielkości zmniejszenia poziomu są praktycznie identyczne, mimo że w drugim zaktywowane neutrofile (100 µl OZ) rozpoczęły już proces fagocytozy (ryc. 5.). Podobne rezultaty uzyskano w badaniu neutrofilów izolowanych z SF pacjentów z RZS. Spadek (procentowy) jest bardzo podobny, dodatkowa stymulacja tych neutrofilów przez kontakt z SF bądź łącznie przez 50% SF i 100 µl OZ nie nasila już dalej zmniejszenia poziomu ATP (ryc. 5.). Należy zauważyć, iż po 30 min eksperymentu zmniejszenie poziomu ATP (wyrażone w procentach) jest słabiej zaznaczone w neutrofilach izolowanych z SF w porównaniu z neutrofilami izolowanymi z krwi. W neutrofilach izolowanych z krwi DOG obniża poziom NADPH już przy stężeniu 10-5 M. Spadek ten jest niewielki (ok. 20%), zastosowanie większego stężenia DOG (10^-4 M) znacznie bardziej obniża poziom NADPH. W neutrofilach izolowanych z krwi i stymulowanych OZ relacja jest podobna, przy stężeniu DOG 10^-5 M wykazano obniżenie poziomu NADPH o 23% (a jest to stężenie DOG, przy którym następuje już znaczący spadek obu typów CL), natomiast DOG w stężeniu 10^-4 M znacząco obniża poziom dostępnego NADPH – nawet o 75%, w neutrofilach izolowanych z krwi i płynu stawowego chorych na RZS. Na ryc. 5. przedstawiono typowe wyniki uzyskane w próbkach od pojedynczych pacjentów (z przebadanych 12 zdrowych dawców krwi i 10 chorych na RZS). Podobnie jak w przypadku ATP, również i tempo obniżania poziomu NADPH po ekspozycji na DOG jest słabiej zaznaczone w neutrofilach izolowanych z SF niż w neutrofilach izolowanych z krwi (ryc. 5.).
Badania nad chondrocytami hodowanymi w różnych warunkach tlenowych i ich podatnością na cytotoksyczny wpływ neutrofilów
Badania nad wpływem niskich (zbliżonych do fizjologicznych) stężeń tlenu prowadzono na hodowlach chondrocytów eksponowanych na zróżnicowane warunki tlenowe (21% – ciśnienie tlenu atmosferyczne jako kontrola oraz 10, 5 i 2% tlenu). Wyniki badań nad poziomem aktywności antyoksydantów oraz enzymów inaktywujących AMT w chondrocytach ludzkich po 1. i 2. tyg. hodowli w zróżnicowanych warunkach tlenowych są przedstawione na ryc. 6. Na tej rycinie są zaprezentowano wyniki otrzymane w próbkach od pojedynczego pacjenta (z przeprowadzonych 5 eksperymentów). W każdym z 5 przypadków procentowe zmiany w poziomie aktywności KAT i SOD były zmienne i nie można było skorelować ich ani ze stężeniem tlenu, ani z czasem trwania eksperymentu. Badania nad GPx oraz pomiary GPH i GSSG wykazały, że wraz ze zwiększeniem stężenia tlenu zmieniał się zarówno poziom aktywności GPx, jak i ilości GSH oraz GSSG. Poziomy aktywności GPx zwiększały się już przy 5% tlenu i są znamiennie podwyższone w hodowlach z wyższymi stężeniami tlenu (10–21%), niezależnie od czasu trwania eksperymentu (do 2 tyg. hodowli). Poziomy GSH i GSSG znacząco zmieniały się dopiero przy najwyższych stężeniach tlenu (21%). Po tygodniu hodowli poziom GSSG zwiększył się o ok. 30%, natomiast nie było widać różnic w poziomach GSH. Nie zauważono również żadnych dalszych zmian w poziomach GSH po 2 tyg. hodowli w 10% stężeniu tlenu. W hodowlach prowadzonych w najwyższych ze stosowanych stężeń tlenu (21%) już po tygodniu zauważono bardzo znaczne obniżenie GSH (10-krotne) i 20-krotny wzrost poziomu GSSG, natomiast po 2 tyg. poziom GSSG zwiększył się 30-krotnie (ryc. 6.). W ostatniej serii eksperymentów badano podatność chondrocytów hodowanych w różnych stężeniach tlenu (5 vs 21%) na uszkadzające działanie neutrofilów. Eksperymenty wstępne wykazały, że stymulowane OZ odpowiadają z taką samą intensywnością, niezależnie od tego, czy przebywają w środowisku 5% czy 21% tlenu (dane niezamieszczone). Neutrofile były stymulowane OZ lub SF i inkubowane z hodowlami chondrocytów (po różnym czasie hodowli w zróżnicowanych warunkach tlenowych). Po 24 godz. pobierano płyn znad takich wspólnych hodowli i oznaczano w nich poziom uwolnionego ATP oraz poziom LPO (jako markery uszkodzeń). Kontrolą były wspólne hodowle chondrocytów, do których dodawano niestymulowane neutrofile. Wyniki tych eksperymentów (otrzymane z próbek od jednego pacjenta, z przeprowadzonych 7 eksperymentów) są zamieszczone w tab. III. Neutrofile niestymulowane i eksponowane na chondrocyty (zarówno w 5%, jak i 21% stężeniu tlenu) nie wykazywały znaczącego efektu cytotoksycznego, w próbkach płynu pobranego znad takich hodowli nie stwierdzano występowania zauważalnych ilości ATP czy produktów LPO. Neutrofile, stymulowane OZ i inkubowane z chondrocytami, oddziałują na nie toksycznie, w zależności od stężenia tlenu, w jakim były hodowane chondrocyty. Ilość uwalnianego ATP i poziom LPO zależą jednoznacznie od stężenia tlenu i czasu trwania eksperymentu. Po 2 tyg. hodowli chondrocytów w najwyższych stężeniach tlenu (21%) zakres uszkodzeń powodowanych przez neutrofile aktywowane przez 100 µl OZ był zdecydowanie większy (tab. III). Blokowaniu aktywności neutrofilów przez DOG (10^-4 M) towarzyszy praktycznie całkowite zahamowanie ich toksycznego oddziaływania na chondrocyty. Poziom uwalnianego ATP i produktów LPO zdecydowanie się obniżał do poziomu praktycznie niewykrywalnego (tab. III).
Dyskusja
Zapalenie jest dynamicznym i uporządkowanym procesem zachodzącym w żywych tkankach po zadziałaniu bodźca uszkadzającego. Neutrofile są pierwszymi komórkami infiltrującymi jamę stawu, w której może zgromadzić się 30 ml płynu stawowego, a w nim 5x10⁹ neutrofilów. Mają one największy potencjał toksyczny ze wszystkich komórek infiltrujących jamę stawu, a jednym z najważniejszych mechanizmów toksycznego oddziaływania jest produkcja i wydzielanie do otoczenia AMT [1, 4]. Niewiele uwagi poświęcono dotychczas badaniom nad relacjami pomiędzy CL a metabolizmem energetycznym neutrofilów, opartym na beztlenowej glikolizie [16, 17]. Poziomy CL (wzmacnianej zarówno przez luminol, jak i lucygeninę) w istotny sposób zależy od obecności glukozy w środowisku, w jej obecności aktywacja neutrofilów jest natychmiastowa, i to znacznie nasilona. Na tym etapie badań nie było jednakże jasne, czy glukoza zwiększa poziom CL przez podniesienie stanu energii w neutrofilach (ATP), czy następuje to przez zwiększenie produkcji NADPH, komponentu niezbędnego do produkcji i uwalniania AMT, a generowanego przez szlak pentozofosforanowy (również zależny od glukozy). Zgodnie z piśmiennictwem światowym relacja pomiędzy CL a poziomem energii jest prosta i bezpośrednia, a aktywacji neutrofilów towarzyszy szybkie zmniejszenie się poziomu ATP [17]. Borregaarg i Herlin [16] podają, iż już 5 min po zaktywowaniu neutrofilów przez OZ można wykazać znaczne obniżenie się poziomu ATP. Nasze badania nie potwierdzają tych spostrzeżeń, w czasie trwania wybuchu oddechowego (do 30 min) nie zauważono spadku poziomu wolnego ATP, i to w każdym z zastosowanych modeli doświadczalnych – ani w neutrofilach izolowanych z krwi obwodowej (spoczynkowe, stymulowane SF czy OZ), ani w neutrofilach izolowanych z SF i stymulowanych OZ. Obniżenie poziomu ATP w naszych eksperymentach można zaobserwować dopiero po zastosowaniu 2-deoksy-glukozy (DOG), niemetabolizowalnej pochodnej glukozy. Spadek ten był szybki i proporcjonalny do stężenia blokera. Na tym etapie badań wciąż nie było jasne, czy spadek ten jest wynikiem obniżenia poziomu ATP, czy zahamowania szlaku wytwarzania NADPH. Kinetyka spadku poziomu ATP w neutrofilach eksponowanych na DOG była identyczna, niezależnie od tego, czy neutrofile znajdowały się w stanie spoczynku, czy też były wcześniej zaktywowane. Taki sam spadek poziomu ATP w neutrofilach spoczynkowych i produkujących AMT sugerował, że produkcja AMT nie jest, a przynajmniej nie jest bezpośrednio związana z poziomem wolnego ATP. Dalsze badania wykazały, że DOG powoduje obniżenie poziomu NADPH, i to w stężeniach, w którym jednocześnie obniża znacznie poziom CL. Można twierdzić, iż DOG obniża poziom CL przez zahamowanie cyklu pentozofosforanowego, a tym samym produkcji NADPH, komponentu niezbędnego w procesie produkcji i uwalniania AMT. Cytotoksyczność neutrofilów zależy więc przede wszystkim od aktywności układów produkujących komponenty systemu generującego AMT, a nie od poziomu ATP. Wydaje się również, że metody hamujące aktywność systemu generującego AMT w neutrofilach mogą w przyszłości być przydatne w ograniczaniu intensywności odczynu zapalnego. Dalsze badania prowadzono w celu zbadania relacji pomiędzy neutrofilami a hodowanymi komórkami chrząstki. U zwierząt, którym implantuje się własne, hodowane in vitro komórki, które następnie są osadzane na biorusztowaniach, zawsze stwierdzaliśmy wystąpienie odczynu zapalnego, czasami znacznego (praca w przygotowaniu). konano po analizie warunków tlenowych, jakim w rzeczywistości są poddane komórki chrząstki (w warstwie zewnętrznej ok. 10% tlenu, w średniej 1–6%, w warstwach głębokich praktycznie 0% tlenu). Wykazaliśmy, że przy obniżonych stężeniach tlenu zakres stresu oksydacyjnego jest znacząco zmniejszony (poziom antyoksydantów, LPO). Warunki standardowe, w jakich hoduje się komórki (tj. 21% stężenie tlenu), powodują znaczące uszkodzenia komórek (nasilona LPO, stanu antyoksydantów sugerujący ich wymuszoną nadaktywność, obniżony poziom GSH, bardzo znacznie zwiększony poziom GSSG). Chociaż żywotność komórek hodowanych w różnych stężeniach tlenu nie różniła się od siebie, to jednak komórki hodowane w warunkach obniżonego stężenia tlenu były znacznie mniej uszkodzone, jeśli uszkodzenia mierzyć parametrami stresu oksydacyjnego. Dostępne dane na temat relacji pomiędzy CL a poziomem dostępnego tlenu są nieliczne. Edwards i wsp. [18] sugerują prostą zależność – w SF pacjentów z RZS stężenie tlenu pozwala jedynie na znacznie obniżony (ponad 2-krotnie) poziom CL. Davis i wsp. [19] potwierdzają obniżenie produkcji AMT (50% maksymalnej) w zmniejszonym stężeniu tlenu (0–700 Torr), ale dotyczy to jedynie AMT mniej chemicznie stabilnych. Produkty stabilniejsze (oraz produkty końcowe szlaku mieloperoksydazy – MPO, a także chlorowanych pochodnych AMT, takich jak HOCL) w warunkach obniżonego stężenia tlenu były wytwarzane nawet w większych ilościach [6, 10]. Z kolei Sanidas i wsp. [20] zauważyli, że hipoksja indukuje CL ludzkich neutrofilów. Badania prowadzone w warunkach obniżonego stężenia tlenu (z 21 do 6%) wskazują, że w czasie 6–45 min hipoksji produkcja i uwalnianie AMT uległy nasileniu [20]. Niewiele dotychczas prac poświęcono wzajemnym relacjom chondrocytów i aktywującym się przez kontakt z nimi neutrofilom [21–24]. W naszych eksperymentach stosowane stężenia tlenu (5 i 21%) nie wpływały w sposób znaczący na poziom CL neutrofilów stymulowanych OZ. Znamienne były natomiast różnice w poziomie uwalnianego ATP czy produktów LPO. Należy wnioskować, że powyższe różnice wynikają z różnej podatności samych chondrocytów na cytotoksyczny efekt stymulowanych neutrofilów. Poziom uwalnianego ATP i produktów LPO był znacznie wyższy w przypadku chondrocytów hodowanych w warunkach 21% stężenia tlenu. Zablokowaniu szlaku pentozofosforanowego w komórkach neutrofilów przez DOG towarzyszyło praktycznie całkowite zahamowanie procesów destrukcyjnych wobec chondrocytów. Nieznane są nam prace dotyczące cytotoksycznego wpływu neutrofilów na chondrocyty chrząstki stawowej w zależności od zastosowania tak zróżnicowanych warunków tlenowych.
Wnioski
1. Proces chemiluminescencji (CL) jest procesem zależnym od glukozy, w jej obecności procesy cytotoksyczne są znacznie nasilone. Intensywność tych procesów zależy od poziomu NADPH tworzonego w szlaku pentozofosforanowym, zależnym od glukozy. 2. Zablokowanie tego szlaku mogłoby być istotnym czynnikiem ograniczającym intensywność odpowiedzi zapalnej. 3. Standardowo prowadzone hodowle komórkowe (21% tlenu) powodują, że hodowane komórki znajdują się w stanie zbyt dużego stężenia tlenu (hyperoxia). Świadczy o tym zwiększony poziom markerów stresu oksydacyjnego. 4. Chondrocyty hodowane w warunkach wysokich stężeń tlenu są zdecydowanie bardziej podatne na uszkodzenia ze strony zaktywowanych neutrofilów.
Praca finansowana z grantu KBN nr 3 PO5A 056 23.

Piśmiennictwo
1. Edwards SW, Hallett MB. Seeing the wood for the trees: the forgotten role of neutrophils in rheumatoid arthritis. Immunol Today 1997; 18: 321-4. 2. Allen RC. Halide dependence of the myeloperoxidase-mediated antimicrobial system of the polymorphonuclear leukocyte in the phenomenon of electronic excitation. Biochem Biophys Res Commun 1975; 63: 675-83. 3. Nurcombe HL, Edwards SW. Role of myeloperoxidase in inracellular and extracellular chemiluminescence of neutrophils. Ann Rheum Dis 1989; 48: 56-62. 4. Edmonds SE, Blake DR, Morris CJ, et al. An imaginative approach to synovitis – the role of hypoxic reperfusion damage in arthritis. J Rheumatol 1993; 20 (Suppl 37): 26-31. 5. Gajewski M, Wysieńska J, Wysieński £ i wsp. Inżynieria tkankowa w chirurgii rekonstrukcyjnej kości i chrząstki. Ortop Traumatol Rehab 2000; 5: 58-65. 6. Gajewski M, Kamińska E, Burakowski T i wsp. Rola tlenu w metabolizmie chrząstki stawowej. Reumatologia 2002; 40: 176-87. 7. Pawelek JM. Effects of thyroxine and low level oxygen tension on chondrogenic expression in cell culture. Dev Biol 1969; 19: 52-72. 8. Kurz B, Schunke M. Articular chondrocytes and synoviocytes in culture: influence of antioxidants on lipid peroxidation and proliferation. Ann Anat 1997; 179: 439-46. 9. Tiku ML, Shah R, Allison GT. Evidence linking chondrocyte lipid peroxidation to cartilage matrix protein degradation. J Biol Chem 2000; 275: 20069-76. 10. Misra HP, Fridovich I. The role of superoxide anion in the autooxidation of epinephrine and a simple assay for the superoxide dismutases. J Biol Chem 1972; 247: 3170-5. 11. Beers RF Jr, Sizer JW. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. J Biol Chem 1952; 195: 133-40. 12. Paglia DE, Valentine WN. Studies on the quantative and qualitative characterization of erythrocyte glutathione peroxidase. J Lab Clin Med 1967; 70: 158-69. 13. Hissin PJ, Hilf R. A fluorometric method for determination of oxidized and reduced glutathone in tissues. Analytical Biochem 1976; 74: 214-26. 14. Kramer K, Rademaker B, Rosendal WN, et al. Influence of lipid peroxidation on b-adrenoreceptors. FEBS lett. 1986; 198: 80-4. 15. James DW, Betts WH, Cleland IG. Chemiluminescence of polymorphonuclear leukocytes from rheumatoid joint. J Rheumatol 1983; 10: 184-9. 16. Borregaard N, Herlin T. Energy metabolism of human neutrophils during phagocytosis. J Clin Invest 1982; 70: 550-5. 17. Lane TA, Lamkin GE. A reassessment of the energy requirements for neutrophil migration: adenosine triphosphate depletion enhances chemotaxis. Blood 1984; 64: 986-93. 18. Edwards SW, Hallett MB, Campbell AK. Oxygen-radical production during inflammation may be limited by oxygen concentration. Biochem J 1984; 217: 851-4. 19. Davis WB, Husney RM, Wewers MD, et al. Effect of O2 partial pressure on the myeloperoxidase pathway of neutrophils. J Appl Physiol 1988; 65: 1995-2003. 20. Sanidas D, Garnham A, Mian R. Hypoxia-induced chemiluminescence in human leukocytes; the role of Ca+2. Eur J Pharmacol 2002; 453: 183-7. 21. Chatham WW, Swaim R, Frohsin H Jr, et al. Degradation of human cartilage by neutrophils in synovial fluid. Arthritis Rheum 1993; 36: 51-8. 22. De Clerk LS, De Gendt CM, Bridts CH, et al. Expression of neutrophil activation markers and neutrophil adhesion to chondrocytes in rheumatoid arthritis patients: relationship wit disease activity. Res Immunol 1995; 146: 81-7. 23. Mitani Y, Honda A, Jasin HE. Polymorphonuclear leukocyte adhesion to articular cartilage is inhibited by cartilage surface macromolecules. Rheumatol Int 2001; 20: 180-5. 24. Moore AR, Iwamura H, Labre JP, et al. Cartilage degradation by polymorphonuclear leukoctes: in vitro assessment of the pathogenic mechansims. Ann Rheum Dis 1993; 52: 27-31.