Artykuł oryginalny
Krzyżowo reagujące przeciwciała antyfosfolipidowe jako marker obecności endotoksyny w surowicach i płynach stawowych uzyskanych od pacjentów z zapaleniami stawów

Wstęp
Przeciwciała antyfosfolipidowe (aPL) występują w wielu jednostkach chorobowych o infekcyjnej etiologii bakteryjnej (kiła, borelioza, leptospiroza, toksoplazmoza, trąd, gruźlica) czy wirusowej (AIDS, ospa, świnka, różyczka, wirusowe zapalenie wątroby typ B i C). Są one także wykrywane w wielu chorobach z autoimmunizacją (toczeń trzewny, wtórny i pierwotny zespół antyfosfolipidowy, reumatoidalne zapalenie stawów) [1, 2]. Znaczenie diagnostyczne przeciwciał antykardiolipinowych oraz antykoagulantu toczniowego (LAC) wynika z faktu ścisłej asocjacji ich występowania z wieloma groźnymi objawami klinicznymi, towarzyszącymi zespołowi antyfosfolipidowemu (APS), takimi jak zakrzepice żylne i tętnicze, poronienia, trombocytopenia oraz z licznymi innymi objawami ze strony układu nerwowego i krążenia [3–7]. Kardiolipina (Cl, czyli difosfatydyloglicerol) to kluczowy związek i najbardziej reprezentatywny dla szerszej grupy ujemnie naładowanych fosfolipidów (PL). Z reguły jednak przeciwciała obecne w wyżej opisanych schorzeniach reagują nie tylko z Cl, ale wykazują także krzyżową reaktywność z innymi ujemnie naładowanymi PL. Wydaje się wszakże, że epitopem docelowym są grupy fosfodwuestrowe PL i stąd prawdopodobnie reakcje krzyżowe z takimi związkami, jak dsDNA, ssDNA, RNA i RNP oraz polimerami złożonymi z siarczanu heparanu i dermatanu (składniki proteoglikanów), a także z heparyną [5, 8, 9] i wieloma innymi ważnymi biologicznie związkami zawierającymi grupy fosfodwuestrowe, np. NAD, NADP, FAD oraz CoA (należącymi do grupy koenzymów i witamin) (dane własne, nieopublikowane).
Do grupy związków chemicznych zawierających grupy fosfodwuestrowe czy fosforanowe należy także bardzo wiele związków pochodzenia bakteryjnego, np. antygeny ściany komórkowej bakterii, LPS, kwasy tejchowe i tejchojowe, peptydoglikan (PG), fosforylowane białka membranowe błony zewnętrznej (OMP) czy swoiste dla bakterii PL. Także LPS zawiera w swojej cząsteczce, w tzw. lipidzie A, związane wiązaniem fosfodwuestrowym reszty fosfatydyloetanoloaminy (Pet), a peptydoglikan (główny komponent ściany komórkowej bakterii Gram-dodatnich) zawiera w swej strukturze reszty fosfodwuestrowe [10]. Na dodatek takie związki, jak LPS czy PG i produkty ich degradacji, są silnie immunogenne, a ponadto w zależności od budowy mają właściwości immunomodulacyjne. Dotyczy to w szczególności LPS, który ma charakter tzw. superantygenu, czyli cząsteczki, która może nieswoiście stymulować odpowiedź przeciwciałową. Może on zatem systemowo i lokalnie (np. w jamie stawu) dzięki swym właściwościom biologicznym stymulować proces zapalny i jednocześnie syntezę autoprzeciwciał, a wiemy, że niestrawione (ale zabite) komórki bakterii lub ich fragmenty zawierające ww. związki znajdowane są w jamie stawu i płynie stawowym. Obserwowany dość często fenomen obecności, np. RF-IgM czy innych autoprzeciwciał w płynach stawowych przy RF-IgM-ujemnych surowicach to zapewne efekt lokalnej superstymulacji układu odpornościowego przez LPS czy pochodne PG [11, 12]. Bezpośrednią przyczyną podjęcia badań była, poza wcześniej wymienionymi obserwacjami dotyczącymi podwyższonej częstości występowania przeciwciał aCL w surowicach pacjentów z zapaleniem stawów, w których występowały także przeciwciała dla antygenów bakterii Gram-ujemnych, obserwacja poczyniona w trakcie realizacji opublikowanej już pracy [13], że przy adsorpcji sefarozą sprzężoną z polimyksyną B (użytą do weryfikacji testu LAL – stosowanego do wykrywania obecności endotoksyny) [14]. W eluatach z ww. złoża stwierdziliśmy obecność endotoksyny oraz immunoglobulin o aktywności aCl i aLPS, co wskazywałoby, że mamy do czynienia z przeciwciałami aCl krzyżowo reagującymi z LPS [15].
Temat ten będzie przedmiotem oddzielnej pracy, gdyż niewykluczone, że złoże to może posłużyć do opracowania prostej metody weryfikacji obecności w materiałach biologicznych (krew, płyn stawowy, płyn mózgowo-rdzeniowy itp.) endotoksyny w postaci skompleksowanej z przeciwciałami w formie kompleksów immunologicznych (KKI), w tym także krzyżowo reagujących z LPS przeciwciałami aCl. Celem pracy było wykazanie, że krzyżowo reagujące z LPS przeciwciała aCl obecne w surowicach i płynach stawowych uzyskanych od chorych z zapaleniem stawów stanowią część większej puli, jaką są przeciwciała dla tak złożonego antygenu jak LPS, i mogą wskazywać na obecność endotoksyny, np. w płynach stawowych, a to z kolei może być pomocne w różnicowaniu etiologii aktualnie istniejącego zapalenia stawów bądź też etiologii zapalenia stawów w ogóle.
Materiał i metody
Do analiz wykorzystano 43 jałowe bakteriologicznie płyny stawowe (w tym 28 odpowiadających im surowic), pochodzące głównie od pacjentów z reumatoidalnym zapaleniem stawów (RZS) – 13, niezróżnicowanym zapaleniem stawów – 25, łuszczycowym zapaleniem stawów (ŁZS) – 2, zespołem Sjögrena – 1, chorobą zwyrodnieniową – 1, zesztywniającym zapaleniem stawów kręgosłupa (ZZSK) – 1. Surowice i płyny stawowe pochodziły z Przychodni Przyklinicznej Instytutu Reumatologii. W surowicach metodą ELISA wykonano oznaczenia przeciwciał przeciwko następującym antygenom bakteryjnym: ECA, LPS Salmonella enteritidis, LPS Salmonella typhimurium, LPS Klebsiella pneumoniae, pełnemu ekstraktowi z komórek Yersinia enterocolitica, lipidowi A, KDO, peptydoglikanowi (PG), pentapeptydowi (PP o sekwencji D-ala-glu-liz-D-ala-D-ala) oraz kwasowi lipotejchowemu (KT). W wyżej opisanych surowicach wykonano oznaczenie przeciwciał aCl (metodą ELISA) (w klasie IgG i IgM) zmodyfikowaną metodą wg Harrisa [16, 17], a obecność krążących kompleksów immunologicznych (KKI) wykonano testem ELISA – typ CIC-C1q Enzyme Immunoassay Kit firmy Quidel, USA. W metodzie oznaczania przeciwciał aCl wg Harrisa [7] stosuje się rozcieńczenie surowic 1/50 i jeśliby zastosować takie samo rozcieńczenie do płynów stawowych, w których notabene średnie stężenie białka jest 2–4-krotnie niższe niż w surowicy, to uzyskalibyśmy wartości O.D._{450 nm} na granicy czułości odczytu spektrofotometrycznego. Konieczne zatem było ustalenie nowych norm dla płynów stawowych, a niemożliwe było ustalenie norm na podstawie oznaczania aCl w grupie płynów stawowych pourazowych, gdyż nie były one dostępne. Ustalenie norm przeciwciał aCl w płynach stawowych wykonano na podstawie średniego stężenia białka w puli analizowanych płynów stawowych, które wyniosło 2,02 g/dl, było zatem 3–4-krotnie niższe niż przeciętne stężenie białka w surowicy (6–8 g/dl). Rozcieńczenie robocze płynów stawowych powinno więc wahać się od 1/10 do 1/5, przy założeniu, że proporcje pomiędzy frakcjami w płynie stawowym i surowicy są zachowane, co istotnie miało miejsce. Przeliczenie rozcieńczenia w stosunku do jego średniego stężenia białka w płynie stawowym względem surowic pozwoliło utrzymać normy stosowane dla surowic, czyli x+4SD=0,110 dla aCl klasy IgG i 0,173 dla klasy IgM. Obecność endotoksyny w surowicach i płynach stawowych badano testem Limulus Amebocyte Lysate (LAL) Pyrogent® Ultra firmy Cambrex, USA. Krzyżową reaktywność przeciwciał aLPS z Cl i reaktywność przeciwciał aCl z antygenem LPS wykazywano we frakcjach immunoglobulin izolowanych metodą affinity na fazie stałej (nitroceluloza i płytki polistyrenowe do odczynu ELISA opłaszczone odpowiednim antygenem – LPS lub Cl) [wg 18]. Test neutralizacji odczynu ELISA-aCl endotoksyną (w dawce 100 µg na 100 µl rozcieńczonej 1/25 surowicy) wykonywano, opierając się na analogicznych testach neutralizacji odczynu ELISA dla przeciwciał anty-LPS, opracowanych przez Noworytę i wsp. [17], a prowadzonych w celu potwierdzenia swoistości odczynów ELISA służących do wykrywania przeciwciał antybakteryjnych.

Wyniki
W 43 płynach stawowych pochodzących od pacjentów z niezróżnicowanym zapaleniem stawów i RZS oznaczano przeciwciała dla 3 typów LPS (LPS Salmonella enteritidis, Salmonella typhimurium, Klebsiella pneumoniae), przeciwciała antygenu ECA, lipidu A, aCl oraz przeciwciała dla peptydoglikanu (PG-PS), pentapeptydu (PP) i kwasu tejchowego (KT), a także obecność endotoksyny metodą biologiczną (test wykrzepiania hemolizatu Lymulus polyph.). Częstość (%) występowania podwyższonych poziomów ww. przeciwciał w zestawieniu z obecnością endotoksyny przedstawiono na ryc. 1. Przeciwciała dla jednego z trzech typów LPS występowały w większości (86%) badanych płynów stawowych, przeciwciała aCl w 53,5%, a obecność endotoksyny wykazano w ok. 30% płynów stawowych. Przeciwciała antygenu ECA wykryto w 18,6%, a dla lipidu A tylko w 1/43, co stanowi 2,3% badanych płynów stawowych. Przeciwciała dla antygenów charakterystycznych dla bakterii Gram-dodatnich, jak pentapeptyd (PP), peptydoglikan (PG-PS) czy kwasy tejchowe (KT), wykryto w następujących odsetkach płynów stawowych: aPP – 48,8%, aPG-PS – 23,2% i aKT – 16,2%. Należy dodać, że w 26 na 43 (60,5%) płynów stawowych obserwowano odpowiedź zarówno dla antygenów bakteryjnych Gram-ujemnych, jak i Gram-dodatnich, co może wskazywać na jednoczesną obecność (i stymulację układu odpornościowego) bakterii i/lub fragmentów bakterii obu ww. grup.
Analiza aktywności przeciwciałowych występujących w poszczególnych płynach stawowych wskazywała, że w znacznej liczbie płynów stawowych zaobserwowano występowanie jednocześnie przeciwciał dla antygenów bakteryjnych i przeciwciał aCl, KKI oraz endotoksyny, i dlatego dokonano porównania częstości ich współwystępowania. Porównanie częstości (%) współwystępowania przeciwciał aLPS i aCl przedstawiono na ryc. 2. Przeważający odsetek płynów stawowych, tj. 66,7%, stanowiły płyny stawowe aLPS i aCl-dodatnie, w 18,4% płynów stawowych występowały przeciwciała aLPS lub aCl pojedynczo [grupa aLPS(+)/aCl(-) plus aLPS(+)/aCl(-)], a płyny stawowe (ujemne) bez przeciwciał aLPS i aCl stanowiły 14,8%. W grupie płynów stawowych aLPS(+)/aCl(+) wolna endotoksyna występowała w ok. 30%, a KKI były stwierdzane w przeszło połowie (51,9%) przypadków. Ponadto w 29,6% przypadków LAL(-) występowały w badanych płynach stawowych substancje hamujące test LAL, należy je zatem traktować jako materiały z prawdopodobną obecnością endotoksyny. Wysoki odsetek płynów stawowych z jednocześnie występującymi podwyższonymi poziomami przeciwciał aLPS i aCl wskazuje na korelację tych parametrów, u podstaw których leży prawdopodobnie częściowa identyczność epitopów w obu tych antygenach, prowadząca do występowania krzyżowo reagujących przeciwciał. Zauważone, porównywalne (wysokie) odsetki występowania przeciwciał aLPS i aCl, a także obecność wolnej endotoksyny [test LAL(+)] i związanej [test LAL(-)/SH(+)] oraz obecność KKI skłoniły autorów do przeanalizowania częstości (%) współwystępowania tych 4 parametrów w indywidualnych płynach stawowych, a to z kolei mogłoby wskazywać na ścisłą korelację ww. parametrów. Analizę przeprowadzono w 2 grupach: I – surowice LAL(+) i II – surowice LAL(-)/SH(+), a wyniki przedstawiono na ryc. 3. Częstości współwystępowania jednocześnie 4 parametrów (aLPS, aCl, endotoksyny i/lub SH oraz KKI) w pojedynczych płynach stawowych dla grup LAL(+) i LAL(-)/SH(+) są porównywalne i, co istotne, ok. 70% grupy LAL(+) i ponad 80% grupy LAL(-)/SH(+) stanowią płyny stawowe, w których współwystępują analizowane 4 parametry. Aby potwierdzić krzyżową reaktywność przeciwciał aLPS z Cl i przeciwciał aCl z LPS, posłużono się wstępnie testem neutralizacji odczynu ELISA – aCl wysokimi dawkami (100 i 200 µg) LPS (ryc. 4.) oraz izolowanymi metodą affinity przeciwciałami aCl i aLPS. Neutralizacja odczynu ELISA – aCl antygenem LPS w surowicach wahała się od 73,2 do 21% w grupie kontrolnej, średnio 57% (dla dawki 100 µg LPS) i od 74,6 do 10,4% (średnio 59% dla 200 µg LPS), a w płynach stawowych od 71,9 do 11% (średnio 30,6%) i od 54 do 10,2% (średnio ok. 20%); miała charakter zależny od dawki – zwłaszcza przy dawce 100 µg LPS zaobserwowano najwyższe spadki. Jeśli rzeczywiście krzyżowa reaktywność przeciwciał występuje i nie jest wynikiem przypadkowej obecności reszt fosforanowych w zastosowanych do neutralizacji antygenach (LPS), to powinniśmy uzyskać reakcję czystych preparatów przeciwciał aCl (izolowanych na wysoko oczyszczonych Cl) z antygenem homologicznym, czyli Cl, ale także z LPS. To samo dotyczy przeciwciał czystych aLPS, które poza LPS powinny także reagować z Cl. Wyniki dodatkowo potwierdzające wzajemną krzyżową reaktywność przeciwciał aLPS i aCl, izolowanych z 4 wybranych płynów stawowych (metodą chromatografii powinowactwa), są przedstawione na ryc. 5. Podobnie jak w przypadku neutralizacji odczynu ELISA-aCl (klasy IgG) LPS-em, uzyskaliśmy duże rozrzuty natężenia (wyrażonego w O.D._{450 nm}) krzyżowej reaktywności izolowanych (w powtórzeniach eksperymentów) metodą affinity przeciwciał od prawie zerowych wartości do wartości wielokrotnie przekraczających zamieszczone uśrednione dane. Zarówno przeciwciała izolowane metodą affinity z zastosowaniem antygenów Cl, jak i przeciwciała izolowane na antygenie LPS z poszczególnych surowic wykazywały reaktywność w różnym natężeniu z obydwoma antygenami w większości analizowanych surowic i płynów stawowych. Według autorów odzwierciedla to różnice w poziomach i wzajemnej proporcji podpul izolowanych przeciwciał krzyżowo reagujących z poszczególnych surowic.

Dyskusja
Wysoka częstość występowania przeciwciał aCl w materiale (surowica + płyn stawowy), pochodzącym od chorych z różnymi zapaleniami stawów, zwróciła naszą uwagę już we wczesnych latach 90. Zaobserwowaliśmy, że przeciętna częstość występowania podniesionych poziomów przeciwciał aCl w tych materiałach waha się od 30 do ponad 50% analizowanych przypadków, oraz że korelują z nimi poziomy przeciwciał dla antygenu ściany komórkowej bakterii – szczególnie dla różnego typu LPS. Obserwacje te były prezentowane na I Konferencji pt. Reumatologia w praktyce lekarza rodzinnego, zorganizowanej w 1994 r. w Inowrocławiu [19]. Z powodu ówczesnych trudności technicznych w oczyszczaniu, wykrywaniu i analizie ilościowej antygenów bakteryjnych (LPS, PG) w materiale biologicznym praca nie została opublikowana, ale już wtedy zwróciliśmy uwagę na fakt obecności podniesionych poziomów nie tylko przeciwciał aCl, ale także czynników reumatoidalnych czy innych autoprzeciwciał w tych surowicach [19]. Fakt ten może się wiązać nie tylko z właściwościami superantygenowymi wielu komponentów ściany komórkowej bakterii, ale także, a może przede wszystkim, z prezentacją układowi odpornościowemu dość powszechnie występujących reszt fosfodwuestrowych, fosforanowych lub innych PL, które występują np. w cząsteczce. LPS (gdzie występują związane z lipidem A reszty fosfatydyloetanoloaminy) [10, 11].
Prace związane z krzyżową reaktywnością przeciwciał aPL są prowadzone w Zakładzie Mikrobiologii i Serologii IR od wczesnych lat 90., a ich zasadniczym (nadrzędnym) celem jest wydzielenie i ustalenie, która z podpul przeciwciał aPL jest istotnym elementem patomechanizmów odpowiedzialnych za objawy zespołów APS, które często towarzyszą układowym chorobom tkanki łącznej [9, 15, 17]. Wydaje się, że epitopem docelowym są grupy fosfodwuestrowe PL, stąd prawdopodobnie reakcje krzyżowe z antygenem ds i ssDNA, RNA i RNP oraz polimerami złożonymi z siarczanu heparanu i dermatanu (składniki proteoglikanów tworzących otoczkę włókien kolagenowych) oraz z heparyną. Teoretycznie przeciwciała aPL mogą także obok ww. antygenów reagować z licznymi ważnymi biologicznie związkami zawierającymi grupy fosfodwuestrowe, np. NAD, NADP, FAD oraz CoA, które należą do grupy koenzymów i witamin (prace w toku). Jak wykazało wielu autorów, zapalenia stawów towarzyszące chorobom reumatycznym w znacznej części są spowodowane śródstawowym występowaniem sfagocytowanych i zabitych bakterii lub ich fragmentów, które są trudno metabolizowane przez garnitur enzymów lizosomalnych człowieka, co prowadzi do przewlekłego stanu zapalnego w jamie stawu. Wykazano, że przetrwanie antygenów bakteryjnych w modelowych eksperymentach na zwierzętach czy w przypadku zapaleń stawów u ludzi dochodzi do wielu miesięcy czy nawet lat [11]. Wziąwszy pod uwagę wszystkie ww. okoliczności oraz konieczność szybkiego zróżnicowania w praktyce klinicznej, czy mamy do czynienia z wczesną postacią układowych chorób tkanki łącznej, czy reaktywnego zapalenia stawów (ReZS) bądź z ujemną (niemą) postacią infekcyjnego zapalenia stawów oraz fakt, że infekcja w przebiegu schorzenia podstawowego może prowadzić do zaostrzenia procesu podstawowego, dokonano możliwie pełnej analizy obecności przeciwciał dla antygenów bakteryjnych i krzyżowo reagujących z antygenami bakteryjnymi przeciwciał aPL (w kontekście obecności LPS i KKI) w surowicach i płynach stawowych uzyskanych od pacjentów z zapaleniem stawów. Wykazano obecność przeciwciał aCl w płynach stawowych (53,5%), co stanowi ponad połowę analizowanych, a przeciwciała dla jednego z 3 typów LPS w ponad 86% surowic. Obecność LPS (endotoksyny) w badanej grupie wykazano w ok. 30% płynów stawowych. Nie dziwi nieco niższa częstość występowania endotoksyny, ponieważ nie do końca rozstrzygnięty jest problem jej inaktywacji m.in. przez czynniki surowicze (np. z frakcji α_1–2-globulin) i/lub przeciwciała (np. aLPS czy aPL). Endotoksyna jest bardzo złożoną, wieloepitopową cząsteczką i przeciwciała mogą być skierowane do różnych jej fragmentów, i nawet jeśli przeciwciało nie powoduje inaktywacji endotoksyny przez przyłączenie się bezpośrednio do lipidu A, co – jak twierdzi wielu autorów – powinno mieć miejsce [20], to może w postaci KKI ograniczyć czasowo aktywność biologiczną endotoksyny jako superantygenu, pirogenu czy immunogenu. Będzie to przedmiotem osobnej pracy (w przygotowaniu do druku), gdyż pula przeciwciał dla LPS jest złożona z co najmniej 3 podpul przeciwciał, dla tzw. antygenu O (części korowej i rdzeniowej) przeciwciał krzyżowo reagujących z PL oraz przeciwciał dla lipidu A, a zastosowana przez nas metoda ELISA wykrywa sumę tych podpul, ponieważ płytki są opłaszczone całymi cząsteczkami LPS. Wyraźnie widać związek (korelację) obecności przeciwciał aLPS, aCl i endotoksyny, gdyż aż w 3/4 płynów stawowych przeciwciała te współwystępują, a w pozostałych ok. 30% przypadków, gdzie albo brak przeciwciał dla LPS przy dodatnich aCl lub odwrotnie [aLPS(+), a Cl(-)] – poziomy tego przeciwciała, które jest poniżej przyjętej wartości odcięcia (cut off) – są z reguły wyższe od wartości średniej dla całej grupy. Obecność wspólnego epitopu na obu cząsteczkach (LPS i Cl) potwierdziły eksperymenty z neutralizacją odczynu ELISA-aCl przez LPS, gdzie uzyskano neutralizację odczynu (wyrażoną spadkiem O.D.450 nm w odczynie ELISA po preinkubacji płynów stawowych z LPS) w większości płynów stawowych oraz krzyżową reaktywność przeciwciał z obydwoma antygenami (LPS i Cl) izolowanymi z wybranych płynów stawowych zarówno na antygenie LPS, jak i na Cl. Fakt, że w części płynów stawowych nie uzyskano neutralizacji, tylko podwyższenie odczytu, może wynikać z tego, że doszło w nich do dysocjacji KKI po dodaniu nadmiaru antygenu, czyli LPS. Stosunkowo duża dawka LPS (100–200 µg), konieczna do neutralizacji odczynu ELISA–aCl (w średnio ok. 50%) jest wg autorów spowodowana stosunkowo niskim odsetkiem grup fosfodwuestrowych w stosunku do całości cząsteczki LPS (niska gęstość epitopu zwiększa dawkę skuteczną konieczną do wykazania efektu). Fakt, że krzyżowo reagujące przeciwciała aCl stanowią w całej puli przeciwciał aLPS tylko pewien procent, jest wg autorów ważny ze względu na potencjalną patogenność tych przeciwciał, co będzie ustalone w toku dalszych eksperymentów. Obecność tej podpuli przeciwciał potwierdziły eksperymenty z izolowanymi metodą chromatografii powinowactwa czystymi przeciwciałami aCl i aLPS. W obu przypadkach przeciwciała te znacznie silniej reagowały z antygenem homologicznym (tj. takim, na którym były izolowane), niż z antygenem, który tylko zawierał wspólny epitop, indukujący przeciwciała krzyżowo reagujące. Tocząca się dyskusja nad rolą krzyżowo reagujących przeciwciał, i to nie tylko aPL, ale także innych przeciwciał antybakteryjnych czy antywirusowych, nie doprowadziła jeszcze do ostatecznego ustalenia ich roli w patomechanizmie schorzeń układu ruchu, ale rysują się już pewne przesłanki wskazujące, po pierwsze, że obecność krzyżowo reagujących przeciwciał zwiększa zakres możliwości interakcji tych przeciwciał z różnymi antygenami komórek i tkanek docelowych zawierających PL, a to ewidentnie zwiększa zakres potencjalnych uszkodzeń (przy wspomaganiu przez układy efektorowe, jak układ komórek cytotoksycznych czy układ dopełniacza) tkanek czy określonych narządów, co ma niewątpliwie miejsce w chorobach narządu ruchu [21–24]. Po drugie, wydaje się, że konieczna jest dokładna analiza korelacji nie tylko pul, ale i podpul w obrębie przeciwciał krzyżowo reagujących, co obserwujemy w przypadku przeciwciał anty-dsDNA [9], gdyż proporcje potencjalnie patogennych podpul przeciwciał względem tych, których patogenność jest teoretycznie mała czy wręcz mają one działanie ochronne (np. przeciwciała neutralizujące endotoksynę), może mieć ogromne znaczenie w analizie indywidualnych przypadków zapaleń stawów. Przedstawiana praca to kolejna praca realizowana w ramach grantu Ministerstwa Nauki i Informatyzacji nr 3PO5B 015 23. Jest ona próbą wykazania, że na podstawie całościowej analizy serologicznej odpowiedzi przeciwciałowej (podpul przeciwciał) połączonej z analizą obecności i aktywności biologicznej DNA oraz substancji pochodzenia bakteryjnego uda się uzyskać postęp w różnicowaniu i prognozowaniu dalszego przebiegu chorób narządów ruchu.
Praca sfinansowana z grantu MNiI nr 3PO5B 015 23.

1. Kandiah DA, Krilis SA. Immunology and methods of detection of antiphospholipid antibodies. In: The antiphospholipid syndrome, Asherson RA, Cervera R, Piette JC, Shoenfeld Y (eds). CRC Press Inc. Boca Raton, New York, London, Tokyo 1996; 29-47. 2. Loizou SA, Walport MJ, Davies KA. The antiphospholipid syndrome in infectious diseases. In: The antiphospholipid syndrome, Asherson RA, Cervera R, Piette JC, Shoenfeld Y (eds). CRC Press Inc. Boca Raton, New York, London, Tokyo 1996; 267-84. 3. McNeil HP, Chesterman CN, Krilis SA. Immunology and clinical importance of antiphospholipid antibodies. Adv Immunol 1991; 49: 193-201. 4. Alarcón-Segovia D, Dezele M, Oria CV, et al. Antiphospholipid antibodies and the antiphospholipid syndrome in systemie lupus erythematosus. A prospective analysis of 500 consccutive patients. Medicine 1989; 68: 353-65. 5. Ząbek J. Przeciwciała antyfosfolipidowe i antykofaktorowe – immunochemia, patomechanizmy, metody oznaczania. Twój Magazyn Medyczny. Reumatologia, wydanie specjalne 2005; 3: 18-23. 6. Ginsburg KS, Liang MH, Newcomer I, et al. Anticardiolipin antibodies and the risk for ischaemic stroke and venous thrombosis. Ann Int Med 1992; 117: 997-1002. 7. Harris EN, Gharavi AE, Boey ML, et al. Anticardiolipin antibodies: detection by radioimmunoassay and association with thrombosis in systemic lupus erythematosus. Lancet 1983; 2: 1211-4. 8. DeBruijn JH. Chemical structure and serological activity of natural and synthetic cardiolipin and related compounds. Br J Vener 1966; 42: 121-9. 9. Ząbek J, Luft S, Wojciechowska B i wsp. Badania nad krzyżową reaktywnością przeciwciał antyfosfolipidowych w układowych chorobach tkanki łącznej. Reumatologia 1995; 33: 111-20. 10. Murphy TF, West TE, Apicella MA. Antigen release from the bacterial surface. In: Microbial Antigenodiagnosis. Vol. I. General Considerations. Wicher K (ed.). CRC Press Inc, Boca Raton, Florida 1987; 89-103. 11. Noworyta J. Zakażenia bakteryjne i ich rola w indukcji i przebiegu chorób reumatycznych. Reumatologia 1996; 34: 800-11. 12. Jorgensen JH. Endotoxemia. In: Microbial Antigenodiagnosis. Vol. II. Practical Aplications. Wicher K (ed.). CRC Press Inc, Boca Raton, Florida 1987; 69-77. 13. Noworyta J, Ząbek J, Brasse-Rumin M i wsp. Obecność endotoksyny w płynach stawowych u pacjentów z chorobami narządu ruchu jako marker podejrzewanej etiologii infekcyjnej. Reumatologia 2006, 44, 26-33. 14. Obojska K. Antybiotyki oligo- i polipeptydowe. Post Bioch 1976; 22: 55-90. 15. Ząbek J, Luft S, Wojciechowska B i wsp. Problemy związane ze standaryzacją oznaczania przeciwciał antykardiolipinowych. Reumatologia. 1998; 36: 5-14. 16. Harris EN, Gharavi AE, Wasley GD, et al. Use of an enzyme-linked immunosorbent assai and inhibition studiem to distinguish between antibodies to cardiolipin from patients with syphilis or autoimmune disease. J Infect Dis 1988; 157: 23-31. 17. Luft S, Frączek D, Jędryka-Góral A i wsp. Badania nad występowaniem przeciwciał surowiczych przeciwko kardiolipinie u chorych na układowe choroby tkanki łącznej. Reumatologia 1990; 28: 161-9. 18. Noworyta J, Ząbek J, Brasse-Rumin M i wsp. Odpowiedź humoralna na wybrane antygeny pałeczek Gram-ujemnych w chorobach narządu ruchu. Reumatologia 2001; 39: 31-43. 19. Ząbek J, Zawadzka F, Gutowska-Grzegorczyk G i wsp. I Konferencja Reumatologia w praktyce lekarza rodzinnego, Inowrocław 1994. Reumatologia 1994; 32: 153-4. 20. Cedzyński M, Świerzko AS, Kaca W. Struktura chemiczna, biosynteza i aktywność biologiczna endotoksyn. Postulowane metody zapobiegania wstrząsowi endotoksycznemu. W: Zapalenie – patofizjologia, klinika. Wyd Med Press, Warszawa 1998; 232-50. 21. Vaarala O, Vaara V, Palosuo T. Effective inhibition of cardiolipin-binding antibodies in Gram-negative infections by bacterial lipopolysaccharide. Scand J Immunol 1988; 28: 607-12. 22. Meroni PL, Tincani A, Barcellini W, et al. What is the pathogenetic role of antiphospholipid antibodies? Clin Exp Rheumatol 1994; 12: S43-7. 23. Meroni PL, Tincani A, Harris EN, et al. The pathophysioloy of antiphospholipid antibodies. Clin Exp Reumatol 1989; 7 (Suppl 3): 81-4. 24. Triplett DA. Antiphospholipid antibodies: proposed mechanisms of action. Ann J Reprod Immunol 1992; 28: 211-5.