Docetaxel and paclitaxel: comparison of their pharmacology and mechanisms of resistance

WPROWADZENIE
Paklitaksel jest lekiem nowej generacji, wyizolowanym pierwotnie z kory cisu krótkolistnego Taxus brevifolia, obecnie wytwarzanym na drodze półsyntetycznej z igieł cisu europejskiego Taxus baccata [1]. Docetaksel, drugi z powszechnie stosowanych taksanów jest półsyntetyczną pochodną 10-deacetylobakatyny III, związku uzyskiwanego z igieł tej samej rośliny [2]. Taksany są bardzo ważnymi lekami, wprowadzonymi do lecznictwa w latach 90., o ugruntowanej pozycji w leczeniu nowotworów złośliwych, szczególnie aktywnymi w chemioterapii raka jajnika, raka piersi, niedrobnokomórkowego raka płuca, nowotworach głowy i szyi [3–7]. Główny mechanizm działania przeciwnowotworowego wynika z wpływu na mikrotubule poprzez zwiększanie polimeryzacji tubuliny i hamowanie depolimeryzacji mikrotubuli. Ponadto w postulowanych mechanizmach opisywane jest oddziaływanie taksanów na białka towarzyszące mikrotubulom (MAPs) oraz białka cyklu komórkowego.
Pomimo podobieństw w budowie chemicznej taksanów i mechanizmach działania zaobserwowano małe różnice w profilu aktywności pomiędzy tymi lekami [8, 9], a także odmienności w mechanizmach oporności oraz chemiowrażliwości komórek nowotworowych wobec tych taksanów. Niektóre linie komórkowe nowotworów złośliwych, które są oporne na paklitaksel nie wykazują oporności w stosunku do docetakselu i odwrotnie – komórki oporne na docetaksel nie są jednocześnie oporne na paklitaksel [10]. Obserwowane różnice stanowią zachętę do prowadzenia badań klinicznych nad stosowaniem jednego taksanu u grupy pacjentów ze stwierdzaną opornością na drugi lek.

BUDOWA CHEMICZNA
Paklitaksel jest dwuterpenem, składa się z 14-członowego pierścienia taksanowego z 4-członowymi pierścieniami oksetanowymi w pozycji C-4 i C-5 oraz rozbudowaną przestrzennie resztą estrową w pozycji C-13. Paklitaksel jest wybitnie lipofilny i nie rozpuszcza się w wodzie [11].
Docetaksel (N-debenzyoyl-N_tert-butoxycarbonyl-10-deacetyltaxol) ma masę cząsteczkową 807.9 i jest zbudowany z 8-członowego pierścienia taksanowego z 4-członowymi pierścieniami oksetanowymi w pozycji C-4 i C-5 oraz bocznego łańcucha estrowego w pozycji C-13. Docetaksel jest lipofilny i nierozpuszczalny w wodzie [12].

Różnica w budowie tych leków dotyczy dwóch bocznych grup przy atomach węgla 10 i 13. Docetaksel w przeciwieństwie do paklitakselu w pozycji przy atomie węgla 13 ma grupę alkoksylową w miejsce podstawnika benzamidofenylowego oraz w pozycji przy węglu 10 grupę hydroksylową w miejsce grupy acetylowej [13] (ryc. 1.).
W badaniach in vitro cytotoksyczny efekt taksanów jest zależny głównie od pierścienia oksetanowego oraz bocznego łańcucha przy atomie węgla 13. Różnice strukturalne pomiędzy docetakselem a paklitakselem w zakresie łańcucha bocznego wpływają na ich właściwości [14].

FARMAKOKINETYKA
Paklitaksel ma nieliniową farmakokinetykę wg modelu dwukompartmentowego i charakteryzuje się zmiennością stężenia leku w surowicy w zależności od podanej dawki. Biologiczny okres półtrwania wynosi dla t1/2a 27–32 min, t1/2b 2,7–8,6 godz. [15].
Farmakokinetyka docetakselu po krótkim podaniu dożylnym zalecanej maksymalnej tolerowanej dawki (MTD) 100 mg/m² przedstawia się liniowo wg modelu trójkompartmentowego. Pole pod krzywą stężenia leku (AUC) jest wprost proporcjonalne do podanej dawki i niezależne od klirensu docetakselu. Lek ma dużą objętość dystrybucji, która wynosi 113 L. Docetaksel po podaniu dożylnym w znacznym stopniu jest wychwytywany przez tkanki, w 93–94 proc. wiąże się z białkami osocza. Okresy połowicznego półtrwania wynoszą odpowiednio: t1/2a 4–5 min, t1/2b 36–60 min, t1/2a 11,1 godz. [16].

MECHANIZM DZIAŁANIA
Paklitaksel i docetaksel mają podobny główny przeciwnowotworowy mechanizm działania poprzez wpływ na mikrotubule, podstawowe składniki wrzeciona podziałowego. Zbudowane są one z białka o charakterze dimeru, zwanego tubuliną. Białko to składa się z dwóch monomerów alfa i beta tubuliny o masie cząsteczkowej po ok. 50 kD, odpowiedzialnych za przestrzenną strukturę dimeru oraz gamma-tubuliny wykrywanej w okolicy centromeru o mniej poznanych funkcjach. Wyróżnia się 6 izotypów alfa i beta tubuliny, zróżnicowanych pod względem C-końcowej sekwencji aminokwasów. Analiza ekspresji tych izotypów w poszczególnych tkankach wykazuje różnice strukturalne i funkcjonalne [17]. Na powierzchni mikrotubul występują tzw. białka towarzyszące – MAP (ang. microtubule associated proteins), które powodują łączenie się tubulin między sobą [18, 19]. Obecnie znane są takie białka, jak: MAP 2, MAP 4, tau, STOP oraz Mip-90 (ryc. 2.).

Paklitaksel i docetaksel stymulują powstawanie mikrotubul oraz tworzenie się nieprawidłowych konfiguracji podczas mitozy, uniemożliwiając rozdział wrzeciona podziałowego. Ponadto hamują one depolimerację tubuliny, co prowadzi do gromadzenia się w komórkach pęczków mikrotubul, czego następstwem jest zahamowanie ich reorganizacji. Docetaksel w porównaniu z paklitakselem posiada 2 razy większą aktywność jako stabilizator mikrotubul oraz jako promotor gromadzenia się tubuliny [20]. Konkuruje o to samo miejsce wiązania mikrotubul przez dimer tubuliny, z przybliżonym podwójnie silniejszym powinowactwem [21, 22]. Głównym miejscem wiązania w mikrotubulach są podjednostki beta-tubuliny. W badaniach krystalograficznych stwierdzono, że paklitaksel w trakcie przyłączania się do swoistego miejsca wiązania w podjednostce beta-tubuliny przyjmuje specjalną strukturę kształtu litery T lub motyla. Dwa miejsca aktywne beta-tubuliny są odpowiedzialne za występowanie bocznej agregacji mikrotubul w protofilamenty oraz powodują pełne rozwinięcie tych struktur [23]. Taksany wiążąc się z podjednostkami beta-tubuliny zwiększają elastyczność mikrotubul. Białka towarzyszące mikrotubulom (MAPs), tworzą mostki pomiędzy mikrotubulami, wiążąc je w protofilamenty. W komórkach stopień wysycenia mikrotubul białkami MAPs jest w części odwracalny, podobnie jak elastyczność indukowana przez taksany. Przyłączenie taksanów do MAPs zaburza wiązanie się mikrotubuli pomiędzy sobą [24]. Nadekspresja białka tau, jednego z rodziny MAPs prowadzi do zwiększonej polimeryzacji i tworzenia pęczków, co doprowadza podobnie jak w przypadku działania taksolu do sztywności komórek [25]. Białko tau ma domeny wiążące mikrotubule, które zawierają 3 lub 4 powtarzalne sekwencje wiążące. Kiedy tubulina i białko tau są łączone w mikrotubule, obecność paklitakselu redukuje liczbę włączanych cząsteczek tau. W przypadku nieobecności paklitakselu silnie wiążące miejsca białka tau są nasycane przez jeden powtarzalny motyw dimeru tubuliny. Przy użyciu swoistego znacznika wobec powtarzalnego motywu w obrębie białka tau stwierdza się, że przyłącza się ono do miejsca wiążącego paklitaksel na beta-tubulinie. Pętla z powtarzalnym motywem tau wykazuje podobieństwo wobec długiej pętli, która występuje w alfa-tubulinie równoważnej miejscu wiążącemu taksol w beta-tubulinie. Według Kara i wsp. [26] pętle wiążące białka tau stabilizują mikrotubule w podobny sposób, jak czyni to paklitaksel, chociaż z mniejszym powinowactwem oraz większą odwracalnością. Formes i wsp. [27] badając wpływ MAP2, tau, docetakselu i paklitakselu na polimeryzację tubuliny stwierdzili, że docetaksel ma większą zdolność stymulacji tworzenia mikrotubul oraz może być zdolny do zmiany jakości mikrotubuli. Białko tau i MAP-2 mogą być ważnymi czynnikami modulującymi działanie taksanów.

Wpływ taksanów na białka
cyklu komórkowego
Wpływ taksanów na rodzinę kinaz zależnych od cyklin (cdk) jest stwierdzany w małym stopniu. Obecnie poznano ok. 10 kinaz z tej rodziny, które są oznaczone kolejno jako 1, 2, 3 itd. Wśród tej grupy szczególną rolę odgrywa cdk1, która jest kinazą białkową przenoszącą grupy fosforanowe z ATP na różne białka. W miarę kumulacji cyklin fazy G1 (cykliny D i E) następuje połączenie i aktywacja cdk1, dzięki czemu dochodzi w komórce do rozpoczęcia fazy S (indukcji replikacji DNA) i organizacji centrum mikrotubul. Podlegająca precyzyjnej kontroli aktywność kinaz cdk kontroluje stopień ufosforylowania białek pełniących różne i istotne funkcje komórkowe. Nehmé i wsp. [28] stwierdzili, że docetaksel indukuje fosforylację i inaktywację cdk1, która tworzy kompleks z cykliną B1. Kinazowa aktywność cdk1 jest kontrolowana podczas cyklu komórkowego głównie poprzez związanie z cykliną B1. Ufosforylowana postać cdk1 jest nieaktywna, co prowadzi do przerwania cyklu komórkowego w fazie G2/M [29]. Odmienne wyniki otrzymali Chadebech i wsp. [30] w badaniu przeprowadzonym na linii komórkowej raka jajnika NIH-OVCAR-3, poddanych działaniu paklitakselu, którzy stwierdzili, że ten lek zwiększa syntezę cdk1, prowadząc do zwiększenia ilości tego białka w komórce w nieufosforylowanej, aktywnej formie.
Yoo i wsp. na liniach komórkowych raka żołądka SNU stwierdzili, że paklitaksel wywołuje zmniejszenie aktywności cdk4 i zatrzymanie cyklu komórkowego w fazie G1-S [31].
Cykliny są białkami, które stanowią niezbędną podjednostkę regulatorową kompleksów z cdk1 i innymi pokrewnymi kinazami. Wyróżnia się cykliny mitotyczne (klasy A i B) oraz fazy G1 (cykliny C, D i E). Cykliny mitotyczne różnią się czasem pojawienia w cyklu komórkowym oraz kolejnością degradacji pod koniec mitozy. Cykliny fazy G1 są aktywne we wczesnych fazach cyklu komórkowego. Wykryto 3 cykliny klasy D: D1, D2, D3 oraz cyklinę E. Tworzą one kompleksy z odpowiednimi kinazami z rodziny cdk. Michalides i wsp. [32] na linii komórkowej raka piersi MCF7 wykazali, że paklitaksel indukuje przerwanie mitozy w fazie G2/M. Nadekspresja cykliny D1 zmienia wrażliwość komórek na paklitaksel poprzez modulowanie końcowej fazy mitozy, która jest kontrolowana przez p21^WAF-1/Cip-1. Wyniki tego badania wskazują, że nadekspresja cykliny D1 jest korzystnym czynnikiem określającym wrażliwość komórek MCF7 na paklitaksel.

Apoptoza
Jednym z postulowanych mechanizmów działania taksanów jest wpływ poprzez indukowanie apoptozy. Jedna z hipotez zakłada, że docetaksel i paklitaksel indukuje fosforyzację genów Bcl-X (L) /Bcl-2 i hamuje antyapoptyczne właściwości tych genów. Efekty działania taksanów na szlaki transdukcji sygnałów apoptozy przedstawia ryc. 3.

Szlak p53/p21^WAF-1/Cip-1. Obniżenie progu regulacji Bcl-2 i/lub zwiększenie progu regulacji p53 i p21^WAF-1/Cip-1 jest głównym sugerowanym mechanizmem indukowania apoptozy przez taksany [33]. Paklitaksel zwiększa indukcję i czas – zależny akumulacji p21^WAF-1/Cip-1
zarówno w komórkach z dzikim typem p53, jak i null p53, chociaż stopień indukcji jest większy w komórkach z dzikim typem p53. Do indukcji p21^WAF-1/Cip-1 i p53 potrzebne jest aktywne c-raf-1 [34]. Podwyższona ekspresja p21^WAF-1/Cip-1 w wyniku leczenia paklitakselem hamuje aktywność cdk1, a także inaktywuje kompleks cdk1/cyklina B [35].

Szlak MAPK (ang. mitogen-activated protein kinases)/cdk1 – cyklina A i B/Bcl-2. MAPK jest to grupa kinaz białkowych, uczestnicząca w przekazywaniu sygnałów zewnątrz- i wewnątrzkomórkowych, do których należą białka, takie jak ERK, p38, JNK oraz BMK. Paklitaksel indukuje apoptozę poprzez hamowanie aktywności MAPK oraz cdk1 w fazie G2/M, co wywołuje wzrost tworzenia kompleksów MAP z alfa- i beta-tubuliną oraz wzrost fosforylacji MAP-2 [36]. Chadebech i wsp. [30] stwierdzili, że w komórkach NIH-OVCAR-3 z nadekspresją genu Bcl-2 paklitaksel słabiej wpływa na szlak aktywujący apoptozę. Haldar i wsp. [37] badając działanie docetakselu na linię komórkową raka prostaty zaobserwowali znacznie zwiększoną zdolność fosforylowania Bcl-2 i indukowania apoptozy w porównaniu do taksolu. Fosforylacja genu Bcl-2 w obrębie reszt serynowych inaktywuje jego działanie poprzez zapobieganie wiązaniu się z proaptotycznym białkiem Bax. Bacus i wsp. [38] podkreślają rolę kinaz MAPK, takich jak ERK oraz p38 w indukcji apoptozy w linii komórkowej raka piersi MCF7 poddawanych działaniu paklitakselu. W tej linii komórkowej po podaniu paklitakselu dochodzi do znaczącego wzrostu aktywności kinaz MAPK oraz do przyśpieszonej apoptozy. Natomiast po zastosowaniu specyficznych inhibitorów kinaz MAPK obserwowano zahamowanie apoptozy i zwiększenie liczby komórek zahamowanych w fazie G2/M. Powyższa indukcja śmierci komórek linii raka piersi jest niezależna od aktywności prawidłowego białka p53. Kolfschoten i wsp. [39] określili wpływ docetakselu na aktywację apoptozy w kilku liniach komórkowych raka jajnika. Badacze stwierdzili, że MAPK (JNK, ERK, p38) nie są bezpośrednio odpowiedzialne za fosforylację Bcl-2 i indukcję apoptozy, natomiast określili rolę aktywacji caspazy-3 poprzez indukcję fosforylacji Bcl-2 oraz apoptozy w badanych komórkach raka jajnika, które pozostają w przedłużonym zatrzymaniu cyklu komórkowego w fazie G2/M. Jednocześnie autorzy zauważyli, że zmiany w ekspresji p53, p21^WAF-1/Cip-1, Bax i Bcl-2 nie są czynnikami predykcyjnymi w stosunku do indukcji apoptozy przez docetaksel.

Szlak kinazy białkowej A (PKA). PKA jest kinazą białkową, która uczestniczy w wielu ważnych funkcjach komórkowych, takich jak proliferacja komórki, różnicowanie oraz ekspresji wielu genów. W działaniu PKA ważne znaczenie odgrywa cykliczny adenozynomono fosforan (cAMP), który jest bardzo istotny podczas aktywacji apoptozy. Wyróżnia się 2 podtypy kinazy białkowej A: typ I oraz II. Pod wpływem analogu cAMP (8-Cl-cAMP) użytego w badaniach na liniach komórkowych kilku nowotworów wykazano zwiększenie aktywności PKA typu II oraz zmniejszenie typu I
[40–42]. Pod wpływem paklitakselu przerwane mikrotubule aktywują PKA, która powoduje fosforylację bcl-2, prowadzącą w efekcie do apoptozy [43].

Szlak c-Raf-1/ Ras/ Bcl-2. Kinazy Raf i Ras należą do klasy onkoprotein wiążących GTP. Paklitaksel aktywuje kinazę c-raf-1, która jest związana z fosforylacją Bcl-2. Do aktywacji c-raf-1 wymagane jest związanie paklitakselu z tubuliną [44].

Mechanizmy oporności na taksany
Oporność na taksany jest wieloczynnikowa, wyróżnia się mechanizmy zmniejszające dostęp leków do ich celów działania oraz obniżające komórkową odpowiedź na interakcje lek/cel działania. Do pierwszej grupy mechanizmów należą czynniki obniżające kumulację leku, powodujące wzrost inaktywacji cytostatyku, mutacje w obrębie genów lub zmiany ekspresji celów działania oraz powodujące wzrost wewnątrzkomórkowej sekwestracji leku. Druga grupa, którą można scharakteryzować ogólnie jako mechanizmy powodujące tolerancję komórki na wzrost poziomu uszkodzeń dokonywanych przez lek. Do tych czynników zalicza się wzrost naprawy DNA, zmiany typów uszkodzeń w DNA, zmiany w cyklu komórkowym i śmierci komórek [45]. Mechanizmy oporności na taksany przedstawiono w tab. 1.

Zmiany w transporcie leków
i wewnątrzkomórkowa
sekwestracja leków
Wzrost ekspresji genu MDR-1 zlokalizowanego na długim ramieniu chromosomu 7 związany jest z powstawaniem glikoproteiny P białko o ciężarze właściwym 170 kD, które jest odpowiedzialne za występowanie zjawiska oporności wielolekowej, w tym również na taksany. Mechanizm działania tego białka, wchodzącego w skład błon komórkowych i cytoplazmatycznych polega na aktywnym transporcie cytostatyków, zależnym od stężenia ATP na zewnątrz komórki nowotworowej oraz na wewnątrzkomórkowej sekwestracji i zamykaniu ich w wakuolach cytoplazmatycznych, co prowadzi do zmniejszania wewnątrzkomórkowego stężenia leków i obniża efekt cytotoksyczny [46–48]. Zwiększona ekspresja genu MDR1 występuje w wielu prawidłowych tkankach, takich jak nerki, trzustka, wątroba, nadnercza, przewód pokarmowy, w krwiotwórczych komórkach macierzystych, a także może dotyczyć komórek nowotworowych pierwotnie nieleczonych, oraz pojawiać się w trakcie leczenia chemicznego. Zarówno docetaksel, jak i paklitaksel w badaniach in vitro cechuje występowanie zjawiska krzyżowej oporności na liniach komórkowych wykazujących oporność wielolekową [49]. Horowitz i wsp. [50] w badaniu nad linią komórkową mysich makrofagów J7.T1, stwierdzili zwiększone stężenie glikoproteiny P w komórkach opornych na paklitaksel. Obecność nadekspresji glikoproteiny P w komórkach jest związana z opornością na stosowanie taksanów, chociaż nie jest jedynym czynnikiem.
Białkiem odgrywającym istotną rolę w zmianie kumulacji leków jest białko MRP (ang. multidrug resistant-associated protein) – związane także z opornością wielolekową. W występowaniu oporności na taksany odgrywa niewielką rolę [51]. Cole i wsp. wykazali, że po transfekcji linii komórek HeLa białkiem MRP nie stwierdzono istotnej statystycznie różnicy w oporności na paklitaksel [52]. Podobne obserwacje poczynili Liu i wsp. [53], przeprowadzając badanie na linii komórkowej raka trzustki SUIT-2 opornej na docetaksel. Badacze nie stwierdzili zależności pomiędzy zwiększoną ekspresją MRP i LRP, białkiem oporności raka płuca (ang. lung resistance protein), a występowaniem oporności na docetaksel.

Inaktywacja leków przez
zwiększoną aktywność enzymów detoksykacyjnych< /i>
S-transferaza  glutationu () należy do grupy enzymów, które katalizują łączenie glutationu z różnymi związkami elektrofilowymi, w tym również lekami cytotoksycznymi. Park i wsp. [54] określali wpływ GST na wrażliwość komórek raka jelita grubego COLO201 poddanych działaniu docetakselu. Badacze stwierdzili, że wzrost aktywności GST dodatnio korelował ze wzrostem oporności na docetaksel. Natomiast po zahamowaniu aktywności GST przez selektywnego inhibitora kwasu etakrynowego nasilała się cytotoksyczność badanego leku.

Zmiany w obrębie celów działania taksanów: zmiany w strukturze
mikrotubul
Zaburzenia istniejącej równowagi dynamicznej stabilności mikrotubul jest jednym z głównych czynników warunkujących oporność w stosunku do leków wiążących tubulinę [55, 56]. Rozróżnia się 2 grupy komórek; pierwsze, w których mikrotubule są w stanie spontanicznej tendencji do depolimeryzacji, tzw. hipostabilne oraz drugie komórki hiperstabilne o obniżonej tendencji do depolimeryzacji. Komórki nowotworowe z hipostabilnymi mikrotubulami są oporne w stosunku do taksanów. Natomiast Jordan i wsp. [57, 58], używając kontrastowej wideomikroskopii badali dynamiczne zachowanie się poszczególnych mikrotubul w trakcie leczenia cytostatykami łączącymi tubulinę. Badanie to pokazało, jak paklitaksel istotnie zwalnia dynamikę zmian struktury mikrotubuli, ale pozostaje bez istotnego wpływu na ich długość. Badacze sugerują, że ważniejsze znaczenie dla lekooporności ma dynamika zmian mikrotubul, niż równowaga pomiędzy spolimeryzowaną a rozpuszczoną formą tubuliny.

Zmiany w obrębie celów działania
taksanów: białka towarzyszące
mikrotubulom (MAPs)
Dye i wsp. [59] stwierdzili, że elastyczność mikrotubuli poddanych działaniu paklitakselu znacznie wzrasta. Dodatkowo po umieszczeniu takich mikrotubuli w środowisku o wysokim stężeniu MAP-2, tau efekt zwiększonej elastyczności zostaje zniesiony.
Veitia i wsp. [60] przeprowadzili badanie na liniach komórkowych przewodowego gruczolakoraka trzustki (P03) – wrażliwych i (P02) – opornych na docetaksel. Badacze stwierdzili, że w komórkach chemiowrażliwych (P03) występuje statystycznie znamienna zwiększona ekspresja białka tau. W kolejnej pracy ci sami badacze określali rolę białka MAP2 w ww. liniach komórkowych i stwierdzili zwiększoną ilość MAP2 oraz alfa- tubuliny w obrębie komórek P03 wrażliwych na docetaksel [61]. Zależnością pomiędzy ekspresją białka MAP-4 a wrażliwością komórek mysich fibroblastów na paklitaksel poświęcona jest praca Zhanga i wsp. [62]. Autorzy badali wpływ mutacji w obrębie genu p53 na ten proces i stwierdzili, że wzrost ekspresji MAP4 w obecności niemego p53 powoduje zwiększenie wrażliwości na paklitaksel, co prowadzi do nasilenia apoptozy.
Zmiany w obrębie celów działania taksanów: zmiany w budowie
tubuliny
Główną rolę w powstawaniu oporności na taksany przypisuje się tubulinie beta. Haber i wsp. [63] na linii komórkowej mysich makrofagów J774 opornej na paklitaksel stwierdzili wzrost stężenia beta-tubuliny klasy II. Z kolei w badaniu na linii komórkowej białaczki (KPTA5) opornej na taksany stwierdzono nadekspresję izotypu beta-tubuliny IVa [64]. W dwóch pracach Dumontet i wsp. [65] oraz Rangananthan i wsp. [66] na modelach doświadczalnych linii komórkowych wykazujących oporność w stosunku do taksanów stwierdzili zwiększoną ekspresję beta-tubuliny klasy III. Giannakakou i wsp. [67] badając mechanizmy oporności na taksany przy wykorzystaniu linii komórkowych raka jajnika Epo A oraz Epo B wykazali nadekspresję genu beta-tubuliny klasy I.

Zwiększona naprawa
uszkodzonego DNA
Jest to jeden z ważniejszych mechanizmów powstawania oporności na cytostatyki, polegający na naprawie lub wzroście tolerancji uszkodzeń dokonywanych w obrębie DNA przez różne leki.
Jednym z mechanizmów naprawy DNA jest bezpośrednia rewersja uszkodzenia przez enzym O(6)-
-alkylguanino-alkyltranserazę (AGT). Działanie tego enzymu polega na tzw. samobójczym katalizowaniu przeniesienia grupy alkilowej z atomu tlenu (6) guaniny DNA na cysteinę, w wyniku czego dochodzi jego dezaktywacji i bezpośredniej naprawy DNA [68]. W badaniu na liniach komórkowych glejaka mózgu określano wpływ AGT na występowanie krzyżowej oporności w stosunku do temozolamidu oraz innych leków cytostatycznych, m.in. paklitakselu. Dezaktywacja AGT przez swoisty inhibitor O(6) benzylguaninę znacząco zwiększała aktywność cytotoksyczną temozolamidu, ale nie wpływała na działanie innych leków, w tym paklitakselu. Autorzy sugerują, że oporność w stosunku do badanych leków, w tym paklitakselu, zależy od innych mechanizmów oporności niż wysoka aktywność AGT [69].
Naprawa DNA przez usuwanie błędnie sparowanej zasady MMR (ang. mismatch repair) dotyczy błędów replikacyjnych oraz błędów w parowaniu zasad powstających podczas rekombinacji DNA. Białka uczestniczące w rozpoznawaniu i naprawie błędnie sparowanej zasady kodowane są przez zespół genów mutatorowych. Fedier i wsp. [70], w badaniu przeprowadzonym na linii komórek mysich fibroblastów z niemym p53 określającym wpływ utraty funkcji jednego z genów MMR (Pms2) na oporność komórek wobec taksanów stwierdzili, że brak genu Pms2 jest związany ze wzrostem wrażliwości na docetaksel i paklitaksel.
Jednym z lepiej poznanych mechanizmów naprawczych DNA jest wpływ zespołu kompleksów białkowych wycinających nukleotydy, tzw. NER (ang. nucleotide excision repair), który rozpoznaje nukleotydy uszkodzone przez różne czynniki. Wpływ tego typu mechanizmu oporności w stosunku do taksanów nie wydaje się być znaczący, z uwagi na odmienny mechanizm działania tej grupy leków.

Zmiany w szlakach cykli
i śmierci komórek
W celu identyfikacji genów szlaków cykli komórkowych i śmierci komórek uczestniczących w oporności komórek raka piersi na docetaksel Chang i wsp. [71] przeprowadzili analizę genów testem mikromacierzy z wykorzystaniem RNA z materiału pobranego w trakcie biopsji u 24 kobiet chorych na miejscowo zaawansowanego raka piersi. Po 4 kursach chemioterapii neoadjuwantowej z docetakselem porównywano odpowiedź kliniczną z ekspresją genów w guzie. Stwierdzono 92 geny, których ekspresja znacząco korelowała z wrażliwością na docetaksel (p=0,001). W grupie 54 proc. (13/24) guzów opornych na docetaksel stwierdzono nadekspresję 14 z 92 genów (czułość testu 85 proc.), głównie o niezbyt poznanej funkcji. Jednocześnie zauważono związek pomiędzy opornością na docetaksel a występowaniem izoform tubuliny. W grupie 46 proc. (11/24) guzów wrażliwych na docetaksel stwierdzono nadekspresję 78 z 92 genów, głównie z grupy szoku termicznego, apoptozy (BAX, UBE2M, UBCH10, CUL 1), adhezyjnych lub cytoszkieletowych, kodujących białka transportowe i sygnały transdukcji. W przeprowadzonym badaniu autorzy nie stwierdzili korelacji pomiędzy takimi markerami prognostycznymi i predykcyjnymi w raku piersi, jak HER-2, p53, p27 a wrażliwością na docetaksel.

Określeniu roli p53 w powstawaniu oporności na docetaksel poświęcone jest badanie Sjöströma i wsp. [72]. W warunkach prawidłowych gen ten określany mianem strażnika genomu, który ogranicza proliferację komórek w przypadku wystąpienia uszkodzeń DNA poprzez zahamowanie podziału w fazie G1 (lub G2) oraz aktywację apoptozy. W pracy dodatkowo badano znaczenie predykcyjne ekspresji genów mdm-2, oraz p21^WAF-1/Cip-1 u 134 chorych na zaawansowanego raka piersi poddanych chemioterapii docetakselem. Autorzy nie stwierdzili zależności statystycznej pomiędzy ekspresją genu p53, a odpowiedzią na leczenie tym taksanem. Natomiast zauważono, że u pacjentek pozbawionych ekspresji genów p21^WAF-1/Cip-1 i mdm-2 niezależnie od p53 stwierdzono większy odsetek odpowiedzi obiektywnych na zastosowane leczenie. Białko będące produktem mdm-2 odgrywa kluczową rolę w regulacji funkcji p53 [73]. Mdm-2 wiążąc się z p53 prowadzi do zahamowania jego działania oraz do degradacji p53 z wykorzystaniem proteosomu 26S [74, 75]. W przedstawionym badaniu, przeprowadzonym na linii komórkowej raka piersi MCF7 stwierdzono, że p53 uczestniczy w zahamowaniu komórek w fazie G2/M po zastosowaniu paklitakselu i nie wpływa na indukcję apoptozy. Po inaktywacji p53 specyficznym inhibitorem pifithrinem a nie zaobserwowano spadku wrażliwości komórek na paklitaksel [38].
Znaczenie ekspresji p53 i p21^WAF-1/Cip-1 w powstawaniu oporności na taksany nie jest jednoznaczne. Istnieją doniesienia, wskazujące na fakt, że status p53 i p21^WAF-1/Cip-1 koreluje z wrażliwością na taksany. W tych badaniach nieaktywny p53 i/lub nieobecny lub uszkodzony p21^WAF-1/Cip-1 może wskazywać na większą wrażliwość na taksany [76–78].
Bcl-2 jest genem antyapoptycznym, kodującym białko o masie 26 kDa, które wchodzi w skład błon komórkowych, a w formie nieufosforylowanej zapobiega przekazywaniu sygnału uruchamiającego apoptozę. Zang i wsp. [79] stwierdzili, że wysoki poziom ekspresji Bcl-2 w liniach komórkowych raka niedrobnokomórkowego raka płuca nie występuje w guzach opornych na paklitaksel. Ponadto nie zauważono korelacji pomiędzy podwyższoną ekspresją Her-2/ neu, a wrażliwością na paklitaksel. Natomiast Ling i wsp. [80] stwierdzili, że w komórkach linii raka szyjki macicy HeLa, poddanych działaniu paklitakselem dochodzi do zwiększonej fosforylacji białka Bcl-2, w następstwie czego dochodzi do zatrzymania mitozy w fazie M oraz aktywacji kinazy cdk1 i cykliny B1. Autorzy sugerują, że fosforylacja Bcl-2 jest ściśle związana z indukcją apoptozy.
BADANIA KLINICZNE
WYKAZUJĄCE RÓŻNICE W OPORNOŚCI NA
PAKLITAKSEL I DOCETAKSEL
Verschraegen i wsp. [81] przeprowadzili badanie kliniczne w grupie 32 pacjentek z nabłonkowym rakiem jajnika opornym na paklitaksel, w którym określano skuteczność leczenia kolejnej linii chemioterapii z zastosowaniem docetakselu. Stwierdzono obiektywną odpowiedź na docetaksel wynoszącą 23 proc. z medianą czasu przeżycia 44 tyg. 9 pacjentek miało stabilizację choroby, a u 11 pacjentek stwierdzono progresję choroby. Docetaksel okazał się być lekiem aktywnym w kolejnej linii terapii u chorych na raka jajnika opornym na paklitaksel.

Oceniając skuteczność i bezpieczeństwo stosowania docetakselu u 44 chorych na przerzutowego raka piersi opornego na paklitaksel Valero i wsp. [82] otrzymali 18,1 proc. (8/44) obiektywnych odpowiedzi. U 7 pacjentek uzyskano częściową odpowiedź 15,9 proc. (7/44), a u 1 chorej stwierdzono całkowitą odpowiedź 2,2 proc. (1/44). Otrzymane wyniki są porównywalne do uzyskiwanych przy użyciu innych cytostatyków w przypadkach choroby opornej na paklitaksel. Powyższy wynik wskazuje, że pomiędzy paklitakselem i docetakselem występuje jedynie częściowa krzyżowa oporność.
W leczeniu II rzutu u chorych na niedrobnokomórkowego raka płuca ta sama grupa badaczy porównywała efekty stosowania docetakselu i paklitakselu. Autorzy odnotowali 21 proc. obiektywnych odpowiedzi po leczeniu docetakselem i zaledwie 3 proc. odpowiedzi obiektywnych w grupie chorych poddanych działaniu paklitakselu. Uzyskana różnica jest znamienna statystycznie i sugeruje częściowo odmienne mechanizmy działania leków [83].
W japońskim badaniu przeprowadzonym na 44 pacjentkach z przerzutowym rakiem piersi oceniano cotygodniowe podawanie paklitakselu w dawce 80 mg/m² u chorych z chorobą oporną na docetaksel. Autorzy stwierdzili 31,8 proc. obiektywnych odpowiedzi (14/44 pacjentki). Wszystkie pacjentki uzyskały częściową odpowiedź. 7 z 14 chorych wykazywało pierwotną oporność na docetaksel. Mediana czasu do progresji po leczeniu wyniosła 5,0 mies. Nie stwierdzono skumulowanych toksycznych efektów działania taksanów. Powyższy wynik sugeruje występowanie częściowej krzyżowej oporności pomiędzy paklitakselem i docetakselem [84].
Oceniając skuteczność stosowania docetakselu u 30 chorych na raka jajnika opornego na paklitaksel Markman i wsp. [85] stwierdzili 10 proc. (3/30) obiektywnych odpowiedzi zarówno przy ocenie markera nowotworowego CA 125 oraz poprawy kontroli parametrów klinicznych, takich jak wodobrzusze, ból. Powyższy wynik wskazuje, że monoterapia docetakselem wykazuje umiarkowaną aktywność w grupie chorych opornych na paklitaksel i pochodne platyny.

PODSUMOWANIE
Przedstawione doniesienia doświadczalne wskazują na wielokierunkowe działanie taksanów wobec różnych białek, które odgrywają ogromną rolę w patologii komórki nowotworowej. Zgromadzone dane dotyczące paklitakselu i docetakselu nie pozwalają na jednoznaczne wykazanie różnic w ich działaniu na odpowiednie białka efektorowe, chociaż efekt stabilizacji mikrotubul wydaje się być silniejszy po działaniu docetakselu. Dane doświadczalne oraz kliniczne wskazują na częściową krzyżową oporność na omawiane i powszechnie stosowane w praktyce klinicznej taksany. Dalsze badania biochemiczne i genetyczne na materiale ludzkim chorych leczonych paklitakselem i docetakselem powinny pozwolić na lepsze poznanie mechanizmów działania, a szczególnie procesów odpowiedzialnych za pojawienie się nabytej oporności, która jest główną przyczyną niepowodzenia leczenia tymi lekami.
PIŚMIENNICTWO
1. Rowinsky EK, Cazenave LA, Donehower RC. Taxol: a novel investigational antimicrotubule agent. J Natl Cancer Inst 1990; 82: 1247-59.
2. Bissery MC, Guenard D, Gueritte-Voegelein F, Lavelle F. Experimental antitumor activity of taxotere (RP 56976, NSC 628503), a Taxol analogue. Cancer Res 1991; 51: 4845-52.
3. McGuire WP, Hoskins WJ, Brady MF, et al. Cyclophosphamide and cisplatin compared with paclitaxel and cisplatin in patients with stage III and stage IV ovarian cancer. N Engl J Med 1996; 334; 1-6.
4. O’Brien MER, Leonard RC, Barrett-Lee PJ, et al. Docetaxel in the community setting: An analysis of 377 breast cancer patients treated with docetaxel (Taxotere) in the UK. Ann Oncol 1999; 10: 205-10.
5. Huisman C, Smit EF, Giaccone G, Postmus PE. Second-line chemotherapy in relapsing or refractory Non-Small-Cell Lung Cancer: a review. J Clin Oncol 2000; 18: 3722-30.
6. Forastiere AA, Shank D, Neuberg D, et al. Final report of a phase II evaluation of paclitaxel in patients with advanced squamous cell carcinoma of the head and neck. Cancer 1998; 82: 2270.
7. Conteau C, Chouaki N, Leyvraz S, et al. A phase II study of docetaxel in patients with metastatic squamous cell carcinoma of the head and neck. Br J Cancer 1999; 81: 457.
8. Ringel I, Horwitz SB. Studies with RP 56976 (Taxotere): a semisynthetic analogue of taxol. J Natl Cancer Inst 1991; 83 (4): 288-91.
9. Hanauske AR, Degen D, Hilsenbeck SG, et al. Effects of Taxotere and Taxol on in vitro colony formation of freshly explanted human tumor cells. Anticancer Drugs, 1992; 3: 121-4.
10. Unitch M, Unitch A, Sevin BU, et al. Comparison of paclitaxel and docetaxel (Taxotere) in gynaecologic and breast cancer cell lines with the ATP-cell viability assay. Anticancer Drugs 1994; 5: 24-30.
11. Rowinsky EK, Onetto N, Canetta RM, et al. Taxol: the first of the taxanes, an important new class of antitumor agents. Semin Oncol 1992; 19: 646-62.
12. Cortes JE, Pazdur R, Docetaxel.
J Clin Oncol 1995; 13: 2643-55.
13. Kingston DGI, Mangri NF, Jintrangsri C. Synthesis and structure-activity relationships of taxol derivatives as anticancer agents. New Trends in Natural Products Chemistry 1986; 26: 219-34.
14. Gueritte-Voegelein F, Guenard D, Lavelle F, Le Goff M, Mangatal L, Potier P. Relationship between the structure of taxol a first analogues and their antimitotic activity. J Med Chem 1991; 34 (3): 992-8.
15. Rowinsky EK, Wright M, Montsarrat B, Done-Hower RC, Clinical pharmacology and metabolism of Taxol (paclitaxel): update 1993. Ann Oncol 1994; 5 (Suppl. 6): S7-S16.
16. Extra JM, Rosseau F, Bruno R, et al. Phase I and Pharmacokinetics study of taxotere (RP 56976; NSC 628503) given as short intravenous infusion. Cancer Res 1993; 53 (5): 1037-42.
17. Lewis SA, Gu WL, Cowan NJ. Free intermingling of mammalian beta-tubulin isotypes among functionally distinct microtubules. Cell 1987; 49: 539-48.
18. Kirschner MW. Microtubule assembly and nucleation. Int Rev Cytol 1978; 54: 1-71
19. Zheng Y, Jung MK, Oakley BR. Gamma-tubulin is present in Drosophila melanogaster and Homo sapiens and is associated with the centrosome. Cell 1991; 65: 817-23.
20. Ringel I, Horwitz SB. Studies with RP 56976 (Taxotere): a semisynthetic analogue of taxol. J Natl Cancer Inst 1991; 83 (4): 288-91.
21. Nogales E, Wolf SG, Khan IA, et al. Structure of tubulin at 6.5 A and location of taxol-binding site. Nature 1995; 375 (6529): 424-7.
22. Diaz JF, Andreu JM. Assembly of purified GDP-tubulin into microtubules induced by Taxol and Taxotere reversibility, ligand stoichiometry, and competition. Biochemistry 1993; 32 (11): 2747-55.
23. Snyder JP, Nettles JH, Cornett B, et al. The binding conformation of Taxol in beta-tubulin: a model based on electron crystallographic density. PNAS 2001; 98: 5312-6.
24. Amos LA, Amos WB. The bending
of sliding microtubules imaged by confocal light microscopy and negative stain electron microscopy. J Cell Sci Suppl. 1991; 14: 95-109.
25. Dye RB, Fink SP, Williams RC. Taxol-induced flexibility of microtubules and its reversal by MAP-2 and Tau. J Biol Chem 1993; 268: 6847-50.
26. Kar S, Fan J, Smith MJ, et al. Repeat motifs of tau bind to the insides of microtubules in the absence of taxol. EMBO J 2003; 22: 70-7.
27. Formes Y, Gounon P, Veitia R, et al. Influence of microtubule-associated proteins on the differential effects of paclitaxel and docetaxel. J Protein Chem 1996; 15: 377-88.
28. Nehmé A, Varaadajan P, Sellakumar G, et al. Modulation of docetaxel-induced apoptosis and cell arrest by all-trans retinoic acid in prostate cancer cells. 2001; 84: 1571-6.
29. Shapiro GI, Hapre JW. Anticancer drug targets: cell cycle and checkpoint control. J Clin Invest 1999; 104: 1645-63.
30. Chadebech P, Truchet I, Brichese L, Valette A. Up-regulation of cdc2 protein during paclitaxel-induced apoptosis. Int J Cancer 2000; 87: 779-86.
31. Yoo YD, Park JK, Choi JY, et al. CDK4 down-regulation induced by paclitaxel is associated with G1 arrest in gastric cancer cells. Clin Cancer Res 1998; 4: 3063-8.
32. Michalides R, Tiemessen M, Verschoor T, Balkendente A, Coco-Martin J.
Overexpression of cyclin D1 enhances taxol induced mitotic death in MCF7 cells. Breast Cancer Res Treat 2002;
74: 55-63A.
33. Ganansia-Leymarie V, Bischoff P, Bergerat JP, Holl V. Signal transduction pathways of taxanes-induced apoptosis. Curr Med Chem Anti-cancer Agents 2003; 3: 291-306.
34. Blagosklonny MV, Schulte TW, Nguyen P, et al. Taxol-induction of p21WAF1 and p53 requires c-raf-1. Cancer Res 1995; 55: 623.
35. Barboule N, Chadebech P, Baldin V, et al. Involvement of p21 in mitotic exit after paclitaxel treatment in MCF-7 breast adenocarcinoma cell line. Oncogene 1998; 15: 2867.
36. Nishio K, Arioka H, Ishida T, et al. Enhanced interaction between tubulin and microtubule-associated protein 2 via inhibition of MAP kinase and CDC2 kinase by paclitaxel. Int J Cancer 1995; 63: 688.
37. Haldar S, Basu A, Croce CM. Bcl-2 is the guardian of microtubule integrity. Cancer Res 1997; 57: 229-33.
38. Bacus SS, Gudkov AV, Lowe M, et al. Taxol-induced apoptosis depends on MAP kinase pathways (ERK and p38) and is independent of p53. Oncogene 2001; 20: 147-55.
39. Kolfschoten GM, Hulscher TM, Duyndam MC, et al. Variation in the kinetics of caspase-3 activation, Bcl-2 phosphorylation and apoptotic morphology in unselected human ovarian cancer cell lines as a response to docetaxel. Biochem Pharmacol 2002; 16: 733-43.
40. Cho-Chung YS. Role of cyclic AMP receptor proteins in growth, differentiation, and suppression of malignancy: new approach to therapy. Cancer Res 1990; 50: 7093.
41. Srivastava RK, Srivastava AR, Cho-Chung YS. Synergic effects of 8-Cl-
-cAMP and retinoic acid on induction of apoptosis in Ewing’s sarcoma CHP-100 cells. Clin Cancer Res 1998; 4: 755.
42. Lanotte M, Riviere B, Hermouet S, et al. Programmed cell death (apoptosis) is induced rapidly and with positive cooperativity by activation of cyclic adenosine monophosphate-kinase I in a myeloid leukaemia cell line. J Cell Physiol 1991; 146: 73.
43. Srivastava RK, Srivastava AR, Korsmeyer SJ, et al. Involvement of microtubules in the regulation of bcl-2 phosphorylation and apoptosis through cyclic AMP-dependent protein kinase. Mol Cell Biol. 1998; 18: 3509-17.
44. Blagosklonny MV, Schulte T, Nguyen P, et al. Taxol-induced apoptosis and phosphorylation of bcl-2 protein involves c-raf-1 and represents a novel c-raf-1 signal transduction pathway. Cancer Res 1996; 56: 1851.
45. Hamilton TC, Johnson SW. Recent insights into drug resistance in ovarian cancer. From: Methods in Molecular Medicine. Vol. 39. In: Ovarian Cancer: Methods and Protocols. Bartlett (red.) JMS 2000.
46. Bradshaw DM, Arceci RJ. Clinical relevance of transmembrane drug efflux as a mechanism of multidrug resistance. J Clin Oncol 1998; 16: 3674.
47. Hamada H, Tsuruo T. Purification of the 170- to 180-kilodalton membrane glycoprotein associated with multidrug resistance. J Biol Chem 1988; 263: 1454-8.
48. Horio M, Gottesman MM, Pastan I. ATP-dependent transport of vinblastine in vesicles from human multidrug-resistant cells. Proc Natl Acad Sci USA 1988; 85: 3580-4.
49. Ringel I, Horowitz SB. Studies with RP 56976 (taxotere): a semisynthetic analogue of taxol. J Natl Cancer Inst 1991; 83: 288-91.
50. Horowitz SB, Cohen D, Rao S, et al. Taxol: Mechanisms of action and resistance. Monogr Natl Cancer Inst 1993; 15: 55-61.
51. Zaman GJR, Flens MJ, van Leusden MR, et al. The human multidrug-resis-
tance-associated protein MRP is a
plasma membrane drug-efflux pump. Proc Natl Acad Sci USA 1994; 91: 8822-6.
52. Cole SPC, Sparks KE, Fraser K, et al. Pharmacological characterization of multidrug resistant MRP-transfected human tumor cells. Cancer Res 1994; 54: 5902-10.
53. Liu B, Staren E, Iwamura T, et al. Taxotere resistance in SUIT Taxotere resistance in pancreatic carcinoma cell line SUIT 2 its sublines. World J Gastroenterol 2001; 7: 855-9.
54. Park JS, Yamamoto W, Sekikawa T, et al. Cellular sensitivity determinants to docetaxel in human gastrointestinal cancers. Int J Oncol 2002; 20: 333-8.
55. Cabral F, Barlow SB. Mechanism by which mammalian cells acquire resistance to drugs that affect microtubule assembly. FASEB J 1989; 3: 1593-9.
56. Minotti AM, Barlow SB, Cabral F. Resistance to antimitotic drug in Chinese hamster ovary cells correlates with changes in the level of polymerized tubulin. J Biol Chem 1991; 166: 3987-94.
57. Jordan Maa, Toso RJ, Thrower D, et al. Mechanism of mitotic block and inhibition of cell proliferation by Taxol at low concentrations. Proc Natl Acad Sci USA 1993; 90: 9552-6.
58. Jordan MA, Thrower D, Wilson L. Mechanism of inhibition of cell proliferation by Vinca alkaloids. Cancer Res 1991; 51: 2212-22.
59. Dye RB, Fink SP, Williams RC. Taxol-induced flexibility of microtubules and its reversal by MAP-2 and Tau. J Biol Chem 1993; 268: 6847-50.
60. Veitia R, Bissery MC, Martinez C, Fellous AA. Tau expression in model adenocarcinomas correlates with docetaxel sensitivity in tumor-bearing mice. Br J Cancer 1998; 78: 871-7.
61. Veitia R, David S, Barbier P, et al. Proteolysis of microtubule associated protein 2 and sensitivity of pancreatic tumours to docetaxel. British J Cancer 2000; 83: 544-9.
62. Zhang CC, Yang JM, White E, et al. The role of MAP4 expression in the sensitive to paclitaxel and resistance to vinca alkaloids in p53 mutant cells. Oncogene 1998; 16: 1617-24.
63. Haber M, Burkhart CA, Regl DL, et al. Altered expression of M beta 2, the class II beta-tubulin isotype, in a murine J774.2 cell line with a high level of taxol resistance. J Biol Chem 1995; 270: 31269-75.
64. Jaffrezou JP, Dumontet C, Derry WB, et al. Novel mechanism of resistance to paclitaxel (taxol) in human leukae-
mia K562 cells by combined selection with PSSC833. Oncol Rep 1995; 7: 517-527.
65. Dumontet C, Duran GE, Steger KA, et al. Resistance mechanisms in human sarcoma mutants derived by single-step exposure to paclitaxel (Taxol). Cancer Res 1996; 56 (5): 1091-7.
66. Ranganathan S, Benetatos CA, Colarusso PJ, et al. Altered beta-tubulin isotype expression in paclitaxel-resistant human prostate carcinoma cells. Br J Cancer 1998; 77: 562-6.
67. Giannakakou P, Sackett DL, Kang YK, et al. Paclitaxel-resistant human ovarian cancer cells have mutant beta-tubulins that exhibit impaired paclitaxel-driven polymerization. J Biol Chem 1997; 272: 17118-25.
68. Gerson SL. Clinical relevance of MGMT in the treatment of cancer.
J Clin Oncol 2002; 20: 2388-99.
69. Ma J, Murphy M, O’Dwyer PJ, et al. Biochemical changes associated with a multidrug- resistant phenotype of a human glioma cell line with temozolamide-acquired resistance. Biochem Pharmacol 2002; 63: 1219-28.
70. Fedier A, Ruefenacht UB, Schwarz VA, et al. Increased sensitivity of p53-dependent cell to anticancer agents due to loss of Pms2. Br J Cancer 2002; 87: 1027-33.
71. Chang CJ, Wooten EC, Tsimelzon A, et al. Gene expression profiling for the prediction of therapeutic response to docetaxel in patients with docetaxel in patients with breast cancer. Lancet 2003; 362: 362-9.
72. Sjöström J, Blomqvist C, Heikkilä P, et al. Predictive value of p53, mdm-2, p21, and mib-1 for chemotherapy response in advanced breast cancer. Clin Cancer Res 2000; 6: 3103-10.
73. Lowe SW, Ruley HE, Jacks T, Housman DE. p53-dependent apoptosis modulates the cytotoxicity of anticancer agents. Cell 1993; 74: 957-67.
74. Oliner JD, Pietenpol JA, Thiagalingam S, et al. Oncoprotein MDM² conceals the activation domain of tumour suppressor p53. Nature 1993; 362: 857-60.
75. Haupt Y, Maya R, Kazaz A, Oren M. mdm² promotes the rapid degradation of p53. Nature 1997; 387: 296-9.
76. Wahl AF, Donaldson KL, Fairchild C, et al. Loss of normal p53 function confers sensitization to taxol by increasing G2/m arrest and apoptosis. Nat Med 1996; 2: 72-9.
77. Yu D, Jing T, Liu B, et al. Overexpression of ErbB2 blocks Taxol-
-induced apoptosis by upregulation of p21Cip1, which inhibits p34Cdc2 kinase. Mol Cell 1998; 2: 581-91.
78. Zang CC, Yang JM, Bash BJ, et al. DNA damage increases sensitivity to Vinca alkaloids and decreases sensitivity to taxanes through p53-dependent repression of microtubule-associated protein 4. Cancer Res 1999; 59: 3663-70.
79. Perez-Soler R, Kemp B, Wu B, et al. Response and determinants of sensitivity to paclitaxel in human Non-Small Cell Lung Cancer tumors heterotransplanted in nude mice. Clin Cancer Res 2000; 6: 4932-8.
80. Ling YH, Tornos C, Perez-Soler R. Phosphorylation of Bcl-2 is a marker of M phase events and not a determinant of apoptosis. J Biol Chem 1998; 273: 18984-91.
81. Vergeschraegen CF, Sittisomwong T, Kudelka AP, et al. Docetaxel for patients with Paclitaxel-resistant Müllerian carcinoma. J Clin Oncol 2000; 18: 2733-9.
82. Valero V, Jones SE, Von Hoff DD, et al. A phase II study of docetaxel in patients with paclitaxel-resistant metastatic breast cancer. J Clin Oncol 1998; 16: 3362-8.
83. Fossella FV, Lee JSS, Shin DM, et al. Phase II study of docetaxel for advanced or metastatic platinum-refractory non-small-cell lung cancer. J Clin Oncol 1999; 13: 645-51.
84. Sawaki M, Ito Y, Hashimoto D, et al. Paclitaxel administered weekly in patients with docetaxel-resistant metastatic breast cancer: a single-center study. Tumori 2004; 90: 36-9.
85. Markman M, Zanotti K, Webster K, et al. Phase 2 trial of single agent docetaxel in platinum and paclitaxel-refractory ovarian cancer, fallopian tube cancer, and carcinoma of the cancer, and primary carcinoma of the peritoneum. Gynecol Oncol 2003; 91: 573-6.
ADRES DO KORESPONDENCJI
lek. Lubomir Bodnar
Klinika Onkologii
Wojskowy Instytut Medyczny
ul. Szaserów 128
00-909 Warszawa
tel. +48 22 681 71 10
faks +48 22 681 84 37
e-mail: lubo@esculap.pl