Influence of leptin and adiponectin on chondrogenesis and osteoblastogenesis. A potential role in rheumatoid arthritis pathogenesis

Wstęp

Leptyna i adiponektyna to klasyczne adipokiny, czyli aktywne biologicznie czynniki produkowane przez białą tkankę tłuszczową. Komórkami budującymi białą tkankę tłuszczową są adipocyty i to one są głównym źródłem leptyny i adiponektyny w organizmie. Główną (i pierwszą poznaną) rolą tych dwóch hormonów jest regulacja pobierania pokarmu i przemian energetycznych. Jednakże obie te adipokiny mają działanie znacznie szersze, obejmujące funkcjonowanie całego organizmu. Ostatnio wiele uwagi poświęca się znaczeniu, jakie może mieć tkanka tłuszczowa w patogenezie chorób układu ruchu, zwłaszcza w chorobie zwyrodnieniowej stawów (ChZS) i w reumatoidalnym zapaleniu stawów (RZS). Zainteresowanie to nie wynika tylko z faktu negatywnego wpływu, jaki dla układu ruchu ma nadmierne otłuszczenie ciała, ale przede wszystkim z odkrywania coraz to nowych właściwości adipokin. Celem niniejszego artykułu jest przedstawienie wpływu adiponektyny i leptyny na procesy osteogenezy i chondrogenezy oraz implikacji, jakie może to nieść dla patogenezy RZS.

Leptyna

Odkrycie leptyny w 1994 r. diametralnie zmieniło spojrzenie na białą tkankę tłuszczową: z magazynu energetycznego przeistoczyła się ona w największy narząd endokrynny organizmu.

Leptyna jest hormonem peptydowym o masie 16 kDa kodowanym przez gen Ob (obese – otyły). Działa na poziomie podwzgórza poprzez swoje receptory ObR, hamując pobieranie pokarmu i wzmagając wykorzystanie zasobów energii. Reguluje przyrost masy ciała i odpowiada za integrację stanu energetycznego organizmu z układem immunologicznym i neuroendokrynnym. Receptory leptyny występują w 6 izoformach; tylko dwa z nich mogą przekazywać sygnał leptynowy: ObRb (izoforma długa) jest w pełni funkcjonalny, ObRa (izoforma krótka) ma zmniejszoną siłę przekazywania sygnału [1, 2]. Stężenie leptyny w surowicy jest wprost proporcjonalne do masy tkanki tłuszczowej w organizmie. Wytwarzanie leptyny zwiększa się w czasie infekcji i w stanie zapalnym. W przebiegu niektórych chorób autoimmu-nizacyjnych, takich jak RZS i toczeń rumieniowaty układowy (TRU), stężenie leptyny w osoczu jest zwiększone [3]. Leptyna ma też udokumentowany dwojaki wpływ na procesy osteogenezy: poprzez ośrodkowy układ nerwowy (OUN) zmniejsza aktywność osteoblastów, z kolei poprzez bezpośrednie wiązanie ze swoim receptorem na osteoblastach nasila osteogenezę [4].

Adiponektyna

Adiponektyna jest białkiem o masie ok. 30 kDa, produkowanym głównie przez adipocyty. Jest zbudowana z podjednostki globularnej i włóknistej. W zależności od stopnia oligomeryzacji wyróżnia się trzy izoformy adiponektyny: o wysokiej masie cząsteczkowej (high molecular weight – HMW), o średniej masie cząsteczkowej (medium molecular weight – MMW) i o niskiej masie cząsteczkowej (low molecular weight – LMW). Ponadto w surowicy występuje również adiponektyna globularna, będąca produktem proteolitycznego odcięcia części globularnej od włóknistej. Adiponektyna działa poprzez dwa receptory: AdipoR1 i AdipoR2. AdipoR1 ulega ekspresji przede wszystkim w mięśniach, a AdipoR2 w wątrobie [5]. Główną rolą adiponektyny jest zwiększanie wrażliwości tkanek na insulinę. Stężenie tej adipokiny jest istotnie zmniejszone u osób z otyłością brzuszną, co przyczynia się do insulinooporności. Adiponektyna wpływa także na układ odpornościowy. Wpływ ten zależy od izoformy tego białka: izoforma HMW zdaje się mieć działanie prozapalne, natomiast LMW – przeciwzapalne [6, 7].

Komórki mezenchymalne i różnicowanie

Tkanka chrzęstna i kostna powstają odpowiednio w procesach chondrogenezy i osteogenezy. Procesy te polegają na różnicowaniu się progenitorowych komórek mezenchymalnych (pochodzenia mezodermalnego) w komórki budujące chrząstkę i kość – chondrocyty i osteoblasty. Różnicowanie zachodzi poprzez aktywację odpowiednich czynników transkrypcyjnych skierowujących komórkę nieodwołalnie na daną ścieżkę rozwoju oraz poprzez działanie hormonów, cytokin czy białek morfogenicznych. W różnicującej się komórce dochodzi do transkrypcji charakterystycznych dla określonego typu komórki genów i wytwarzania białek budujących później daną tkankę.

Komórki mezenchymalne (multipotentne komórki mezenchymalne) mogą różnicować się w komórki pochodzenia mezodermalnego: osteoblasty, chondrocyty i adipocyty. Komórki te zasiedlają szpik kostny oraz wiele innych tkanek: tłuszczową, chrzęstną, a także błonę maziową czy okostną. Mają także zdolność modulowania odpowiedzi immunologicznej poprzez działanie przeciwzapalne i hamowanie proliferacji limfocytów T [8, 9]. Komórki mezenchymalne są przedmiotem intensywnych badań – zarówno ze względu na swój potencjał regeneracyjny, jak i właściwości immunomodulujące. Szczególne zainteresowanie budzą one w aspekcie terapii chorób reumatycznych.

Chondrogeneza

Proces powstawania chrząstki jest zależny od uaktywnienia kluczowych dla chondrogenezy czynników transkrypcyjnych z rodziny Sox (Sox9, Sox5, Sox6) [10]. W komórkach prekursorowych stopniowej ekspresji ulegają geny, które kodują białka budujące chrząstkę oraz proteoglikany macierzy zewnątrzkomórkowej. Głównym białkiem chrząstki jest kolagen II (poza nim: kolagen X, XI, XII i XIV), a proteoglikanem – agrekan [11]. W RZS chrząstka stawowa ulega postępującej degradacji. W prawidłowych warunkach chrząstka się regeneruje: komórki prekursorowe przechodzą w chondrogenezę i odtwarzają chrząstkę. W RZS regeneracja chrząstki nie równoważy procesów destrukcji, gdyż reumatoidalne synowiocyty fibroblastyczne (fibroblast-like synoviocytes – FLS) wydzielają enzymy degradujące białka macierzy zewnątrzkomórkowej (metaloproteazy macierzy zewnątrzkomórkowej), cytokiny prozapalne i chemokiny. Oprócz tego obniżeniu ulega ekspresja genów podtrzymujących chondrogenezę [12, 13].

Osteogeneza

Głównymi czynnikami transkrypcyjnymi odpowiedzialnymi za osteogenezę są Runx2 (Cbfa1) oraz Osterix [10]. Poza nimi kluczową rolę w tym procesie odgrywają białka morfogeniczne (bone morphogenic proteins), przede wszystkim BMP-2, oraz kanoniczna droga sygnałowa zależna od Wnt i -kateniny. Kość przebudowują osteoblasty, osteocyty oraz osteoklasty, czyli komórki kościogubne. Białkami tworzącymi kość są osteopontyna, osteokalcyna, osteonektyna i kolagen I. Za homeo­stazę kości odpowiada układ RANK (receptor activator of NFB) – RANKL (receptor activator of NFB ligand). Ligand RANK jest cytokiną aktywującą osteoklasty i resorpcję kości. Białko OPG, osteoprotegeryna, wiąże i neutralizuje RANKL, tym samym hamując resorpcję kości. W RZS cytokiny promujące osteoklastogenezę są wytwarzane w nadmiarze, co sprawia, że resorpcja kości przeważa nad jej odbudową. W rezultacie dochodzi do osteoporozy okołostawowej, tworzą się nadżerki kostne. Inhibitory drogi Wnt/-katenina hamują osteoblastogenezę. Naturalnie występującym inhibitorem drogi Wnt/-katenina jest białko DKK-1 (Dickkopf-1), którego stężenie u chorych na RZS jest zwiększone [13].

Wpływ adiponektyny na chondrogenezę i osteoblastogenezę

Stężenie adiponektyny w surowicy i płynie stawowym osób chorych na RZS jest zwiększone w stosunku do występującego u osób zdrowych [14, 15]. Niewiele wiadomo na temat roli adiponektyny w chondrogenezie, a doniesienia nie są spójne. Chondrocyty wykazują ekspresję obu receptorów dla adiponektyny. Według niektórych autorów adiponektyna wpływa na chondrocyty prozapalnie: indukuje ekspresję syntazy tlenku azotu typu drugiego (NOS2), stymuluje uwalnianie interleukiny 6 (IL-6), metaloproteaz macierzy zewnątrzkomórkowej (MMP-3, MMP-9) i chemokiny MCP-1 (monocyte chemotactic protein) [16]. Adiponektyna wzmaga stan zapalny w stawie, przyczyniając się do destrukcji chrząstki stawowej poprzez stymulowanie reumatoidalnych FLS do wydzielania chemokin i cytokin prozapalnych [17]. Inni autorzy wskazują, że adiponektyna stymuluje różnicowanie chondrocytów i ich proliferację [18]. W niektórych publikacjach mówi się też o przeciwzapalnym i antyadhezyjnym działaniu adiponektyny [19].

Doniesienia na temat efektu działania adiponektyny na tkankę kostną wskazują, iż ma ona działanie prokościotwórcze. Ludzkie osteoblasty wykazują zarówno ekspresję receptorów dla adiponektyny, jak i ekspresję samej adiponektyny [20]. Adiponektyna stymuluje ludzkie osteo­blasty do proliferacji i różnicowania, ponieważ zwiększa ekspresję fosfatazy alkalicznej, osteokalcyny i kolagenu typu I [21]. W innej pracy podano, iż adiponektyna zwiększa masę kostną poprzez hamowanie różnicowania osteo­klastów z monocytów CD14+ oraz hamowanie aktywności resorpcyjnej osteoklastów [22]. Ponadto działa mitogennie na osteoblasty (zarówno na ludzkie, jak i na szczurze), a hamuje proliferację osteoklastów [23]. Adiponektyna stymuluje także różnicowanie komórek mezenchymalnych w kierunku osteoblastów, zwiększając ekspresję markerów osteo­blastogenezy (Runx2, BMP-2). Efekt ten jest zależny od cyklooksygenazy 2 (COX-2), enzymu ważnego dla anabolizmu kości, który odgrywa istotną rolę w różnicowaniu komórek mezenchymalnych w osteoblasty [24]. W innych przeciwstawnych doniesieniach wykazano, że adiponektyna stymuluje osteoklastogenezę poprzez nasilanie ekspresji RANKL i obniżanie ekspresji osteoprotegeryny (OPG) na ludzkich osteoblastach [25]. Pomimo takiego działania, w cytowanej pracy adiponektyna nie wpływała na różnicowanie osteoklastów z monocytów CD14+ (tab. I).

Wpływ leptyny na chondrogenezę i osteoblastogenezę

Dane na temat stężenia leptyny w surowicy chorych na RZS są niespójne: odnotowuje się zwiększone stężenie w stosunku do stężenia w grupie kontrolnej [3] bądź brak różnic [26]. Uważa się, że leptyna ma ogólnie negatywne działanie w przebiegu RZS; wykazuje działanie prozapalne i proaterogenne [26], nie wykazano jednak korelacji jej stężenia z aktywnością choroby [26, 27].

Chondrocyty posiadają ekspresję funkcjonalnej izoformy receptora leptynowego (ObRb) [28], jak również samej leptyny [3]. Według Figenschau i wsp. wiązanie leptyny do receptorów na chondrocytach wywołuje proliferację tych komórek i zwiększa syntezę proteoglikanów. Ben-Eliezer i wsp. donosili, że działanie leptyną na komórki linii chondrogenicznej ATDC5 powoduje aktywację drogi przekazywania sygnału zależnej od białek JAK/STAT oraz wytwarzanie kolagenu X [29]. W publikacji z 2010 r. Ohba i wsp. wykazali, że leptyna działa na chondrocyty poprzez modulowanie kanonicznej drogi Wnt, czyli podstawowego szlaku przekazywania sygnału wewnątrzkomórkowego regulującego różnicowanie komórek [30]. Leptyna może jednak też mieć wpływ prozapalny i prodestrukcyjny dla chrząstki. Otero i wsp. donoszą, że chondrocyty pod wpływem kostymulacji leptyną i interferonem  (IFN-) wytwarzają tlenek azotu (NO) w sposób zależny od indukowanej syntazy tlenku azotu (iNOS) [31]. Tlenek azotu przyczynia się do destrukcji chrząstki poprzez hamowanie syntezy kolagenu i proteoglikanów oraz wzmaganie apoptozy chondrocytów [32, 33]; występuje w dużych stężeniach w reumatoidalnej błonie maziowej, chrząstce stawowej i płynie stawowym [34].

Jak już wspomniano, wpływ leptyny na metabolizm kości jest dwojaki w zależności od drogi działania tego hormonu. Działanie poprzez OUN powoduje zmniejszenie aktywności osteoblastów. Działając zaś bezpośrednio na receptory ObR na powierzchni osteoblastów i chondrocytów, leptyna ma działanie osteogeniczne; promuje też rozwój komórek osteoprogenitorowych [4]. Ludzkie osteoblasty same produkują leptynę, której stężenie fluktuuje w toku różnicowania: jest ona obecna w komórkach mezenchymalnych, w proliferujących osteo­blastach zanika, a pojawia się znowu w późnych osteo­blastach. Leptyna wzmaga proliferację ludzkich osteoblastów, syntezę kolagenu i mineralizację kości [35]. Pozytywnie zwiększa proporcję osteoprotegeryny do RANKL, hamując syntezę RANKL i tym samym osteoklastogenezę [36]. Wprowadzenie leptyny za pomocą wektora wirusowego do komórek mezenchymalnych szpiku kostnego zwiększa ekspresję kluczowego dla osteogenezy czynnika transkrypcyjnego Cbf1 (Runx2) oraz osteo­kalcyny i fosfatazy alkalicznej [37] (tab. II).

Podsumowanie

Wpływ adiponektyny i leptyny na procesy chondrogenezy i osteogenezy nie jest jednoznaczny (tab. I, II). Wydaje się, że adiponektyna działa raczej prozapalnie na chondrocyty i przyczynia się do degradacji chrząstki. Może za to prowadzić do odbudowy kości. Wpływ leptyny na chondrogenezę nie jest jasny, doniesienia są bardzo niespójne. Jej wpływ na osteogenezę uzależniony jest od etapu, na którym działa.

Dotychczasowy brak jednoznacznych doniesień dotyczących opisywanego zagadnienia wynika z faktu, iż działanie omawianych adipokin uwarunkowane jest wieloma czynnikami. Po pierwsze, istotny jest rodzaj komórek poddawanych działaniu adipokin – czy są to komórki mezenchymalne (i z jakiej tkanki pochodzą), czy też komórki dojrzałe (osteoblasty i chondrocyty). Oczywiste jest, że w zależności od stadium rozwoju komórki oddziaływanie to może się zmieniać. Kolejną sprawą są warunki, w których prowadzi się doświadczenia nad różnicowaniem komórek i wpływem różnych czynników na ten proces. Kluczowe znaczenie mają tu warunki hodowli in vitro, skład podłóż różnicujących itd. W końcu, działanie leptyny i adiponektyny na komórki będzie zależało od stanu zdrowia dawcy. W RZS wpływ ten może być inny niż u ludzi zdrowych. Wiadomo, że w chorobie tej chrząstka i kość ulegają destrukcji, która nie jest rekompensowana regeneracją. W warunkach prawidłowych komórki mezenchymalne różnicują się w komórki określonego typu, aby zregenerować uszkodzoną tkankę organizmu. Być może wpływ adipokin na regenerację chrząstki i kości w RZS jest negatywny i przyczynia się do ich postępującej destrukcji i późniejszego kalectwa chorego. Możliwe jest też, że ewentualne protekcyjne działanie którejś z adipokin jest znoszone przez inne czynniki obecne w RZS. Na przykład na podstawie zwięk­szonego stężenia adiponektyny u chorych na RZS można by wnioskować, że prawdopodobnie ma ona wpływ na to, co dzieje się z chrząstką stawową. Jednakże nie da się przesądzić, czy jest to działanie protekcyjne czy prozapalne. Potrzebne są dane na temat działania poszczególnych izoform adiponektyny, a także ocena ich stężenia u chorych na RZS i ChZS.

Pierwszym krokiem, jaki należy podjąć, jest ocena potencjału dyferencjacyjnego komórek mezenchymalnych pobranych od chorych na RZS, a następnie ocena roli adipokin w różnicowaniu. Komórkami szczególnie interesującymi w tej materii są komórki mezenchymalne pochodzące z tkanki tłuszczowej (adipose derived stem cells – ADSC). Jak już wspomniano, tkanka tłuszczowa jest głównym źródłem leptyny i adiponektyny, tak więc obie te adipokiny działają lokalnie na komórki mezenchymalne obecne w tkance tłuszczowej. Duże zainteresowanie komórkami ADSC wynika również z faktu ich dostępności i stosunkowo łatwej izolacji.

W RZS wyjątkowo ważna jest rola wewnątrzstawowej tkanki tłuszczowej, ponieważ znajduje się ona w miejscu, gdzie toczy się proces zapalny. Według wstępnych badań autorów niniejszej pracy, potencjał komórek ADSC wyizolowanych z wewnątrzstawowej tkanki tłuszczowej od chorych na RZS nie różni się znacząco od komórek pobranych od chorych na ChZS; także ich odsetek jest porównywalny [38]. Podobne dane znajdujemy w odniesieniu do komórek mezenchymalnych ze szpiku kostnego izolowanych od chorych na RZS i ChZS [39]. Nie wiadomo jednak, jaki wpływ na komórki ADSC mają adipokiny i czy wpływ ten będzie się różnił w zależności od choroby.

Powiązanie danych dotyczących stężenia adipokin z aktywnością choroby i zawartością procentową tkanki tłuszczowej u pacjentów z RZS może mieć znaczący wpływ na planowanie i przebieg terapii. Do tej pory nie wykazano korelacji stężenia adipokin z agresywnością RZS czy ChZS, ale takie korelacje mogą istnieć. W takim przypadku oznaczanie stężenia adiponektyny lub leptyny może mieć wartość predykcyjną. Istnienie związku między tym, co dzieje się w tkance tłuszczowej, a patogenezą RZS zdaje się być potwierdzone przez charakterystyczny stan kacheksji reumatoidalnej występujący u części chorych na RZS. Około 2/3 chorych wykazuje kacheksję reumatoidalną polegającą na znacznym ubytku masy beztłuszczowej, wzroście tkanki tłuszczowej przy jedno­czesnym zmniejszeniu masy ciała i wyniszczeniu organizmu. Kacheksja reumatoidalna powiązana jest z większą aktywnością choroby oraz rozwojem zespołu metabolicznego. U chorych z otyłością i nadwagą choroba zdaje się mieć łagodniejszy przebieg. Uwzględniając te dane, właściwe wydaje się zbadanie stężenia adipokin u chorych otyłych i kachektycznych (i z prawidłową masą ciała) oraz jednoczesna ocena potencjału regeneracyjnego tkanki kostnej i chrzęstnej. Dalsze analizy są również interesujące z uwagi na insulinooporność współwystępującą z RZS [40]. Adipokiny mogą więc odgrywać bardzo złożoną rolę w patogenezie RZS, wpływając zarówno na stan metaboliczny całego organizmu, jak i na destrukcję tkanki łącznej oraz dysfunkcję narządu ruchu.

Dotąd nie ma udokumentowanej wiedzy na temat roli adiponektyny i leptyny w procesach chondrogenezy i osteogenezy w RZS, dlatego też szczególnie ważne wydaje się podjęcie intensywnych badań w tym zakresie.

Piśmiennictwo

 1. Lee GH, Proenca R, Montez GH, et al. Abnormal splicing of the leptin receptor in diabetic mice. Nature 1996; 379: 632-635.  

2. Tartaglia L. The leptin receptor. J Biol Chem 1997; 272: 6093-6096.  

3. Otero M, Lago R, Gomez R, et al. Towards a pro-inflammatory and immunomodulatory emerging role of leptin. Rheumatology (Oxford) 2006; 45: 944-950.  

4. Caetano-Lopes J, Canha~o H, Fonseca J. Osteoblasts and bone formation. Acta Reumatol Port 2007; 32: 103-110.  

5. Kershaw E, Flier J. Adipose tissue as an endocrine organ. J Clin Endocrinol Metab 2004; 89: 2548-2556.  

6. Neumeier M, Weigert J, Schäffler A, et al. Different effects of adiponectin isoforms in human mononocytic cells. J Leuk Biol 2006; 79: 803-808.  

7. Song H, Chan J, Rovin B, et al. Induction of chemokine expression by adiponectin in vitro is isoform dependent. Trans Res 2009; 154: 18-26.  

8. Djouad F, Buffi C, Ghannam S, et al. Mesenchymal stem cells: innovative therapeutic tools for rheumatic diseases. Nat Rev Rheum 2009; 5: 392-399.  

9. Gonza`lez M, Gonzales-Rey E, Rico L, et al. Treatment of experimental arthritis by inducing immune tolerance with human adipose-derived mesenchymal stem cells. Arthritis Rheum 2009; 60: 1006-1019.

10. Komori T. Regulation of osteoblasts differentiation by transcriptional factors. J Cell Biochem 2006; 99: 1233-1239.

11. Malejczyk J. Budowa i immunologia tkanki chrzęstnej. Acta Clin 2001; 1: 15-22.

12. Andreas K, Häupl T, Lübke C, et al. Antirheumatic drug response signatures in human chondrocytes: potential molecular targets to stimulate cartilage regeneration. Arthritis Res Ther 2009; 11: R15.

13. Voorzanger-Rousselot N, Charni Ben-Tabassi N, Garnero P, et al. Opposite relationships between circulating Dkk-1 and cartilage breakdown in patients with

rheumatoid arthritis and knee osteoarthritis Ann Rheum Dis 2009; 68: 1513-1514.

14. Otero M, Lago R, Gomez R, et al. Changes in plasma levels of fat-derived hormones adiponectin, leptin, resistin and visfatin in patients with rheumatoid arthritis. Ann Rheum Dis 2006; 65: 1198-1201.

15. Schäffler A, Ehling A, Neumann E, et al. Adipocytokines in synovial fluid. JAMA 2003; 290: 1709-1710.

16. Lago R, Gomez R, Otero M, et al. A new player in cartilage homeostasis: adiponectin induces nitric oxide synthase type II and pro-inflammatory cytokines in chondrocyte. Osteoarthritis Cartilage 2008; 16: 1101-1109.

17. Frommer K, Zimmermann B, Schröder D, et al. Adiponectin-mediated changes in effector cells involved in the pathophysiology of rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 2010; 62: 2886-2899.

18. Challa T, Rais Y, Ornan E, et al. Effect of adiponectin on ATDC5 proliferation, differentiation and signaling pathways. Mol Cell Endocrinol 2010; 323: 282-291.

19. Goldstein B, Scalia R. Adiponectin: a novel adipokine linking adipocytes and vascular function. J Clin Endocrinol Metabol 2004; 89: 2563-2568.

20. Berner H, Lyngstadaas S, Spahr A, et al. Adiponectin and its receptors are expressed in bone-forming cells. Bone 2004; 35: 842-849.

21. Luo X, Guo L, Yuan L, et al. Adiponectin stimulates human osteoblasts proliferation and differentiation via the MAPK signaling pathway. Exp Cell Res 2005; 309: 99-109.

22. Oshima K, Nampei A, Matsuda M, et al. Adiponectin increases bone mass by suppressing osteoclast and activating osteoblast. Biochem Biophys Res Commun 2005; 331: 520-526.

23. Williams G, Wang Y, Callon K. In vitro and in vivo effects of adiponectin on bone Endocrinology 2009; 150: 3603-3610.

24. Lee H, Kim S, Kim A, et al. Adiponectin stimulates osteoblast differentiation through induction of COX2 in mesenchymal progenitor cells. Stem Cells 2009; 27: 2254-2262.

25. Luo X, Guo L, Xie H, et al. Adiponectin stimulates RANKL and inhibits OPG expression in human osteoblast through the MAPK signaling pathway. J Bone Miner Res 2006; 21: 1648-1656.

26. Targońska-Stępniak B, Majdan M, Dryglewska M, et al. Adiponectin and leptin serum concentration in patients with rheumatoid arthritis. Rheumatol Int 2010; 30: 731-737.

27. Maciejewska-Stelmach J, Śliwińska-Stańczyk P, Łącki J i wsp. Znaczenie leptyny w układowych zapalnych chorobach tkanki łącznej. Reumatologia 2007; 45: 219-224.

28. Figenshau Y, Knutsen G, Shahazeydi S, et al. Human articular chondrocytes express functional leptin receptors. Biochem Biophys Res Commun 2001; 14: 190-197.

29. Ben-Eliezer M, Philip M, Gat-Yablonski G. Leptin regulates chondrogenic differentiation in ATDC5 cell-line through JAK/STAT and MAPK pathways. Endocrine 2007; 32: 235-244.

30. Ohba S, Lanigan T, Roessler B, et al. Leptin receptor JAK2/STAT3 signaling modulates expression of frizzled receptors in articular chondrocytes. Osteoarthritis Cartilage 2010; 18: 1620-1629.

31. Otero M, Gomez Reino J, Gualillo O. Synergistic induction of nitric oxide synthase type II. In vitro effect of leptin and interferon- in human chondrocytes and ATDC5 chondrogenic cells. Arthritis Rheum 2003; 48: 404-409.

32. Amin A, Abramson S. The role of nitric oxide in articular cartilage breakdown in osteoarthritis. Curr Opin Rheumatol 1998; 10: 263-268.

33. Hashimoto S, Ochs RL, Komiya S, Lotz M. Linkage of chondrocyte apoptosis and cartilage degradation in human osteoarthritis. Arthritis Rheum 1998; 41: 1632-1638.

34. Nagy G, Koncz A, Telarico T, et al. Central role of nitric oxide in the pathogenesis of rheumatoid arthritis and systemic lupus erythematosus. Arthritis Res Ther 2010; 12: 210-215.

35. Gordeladze J, Drevon C, Syversen U, et al. Leptin stimulates human osteoblastic cell proliferation de novo collagen synthesis and mineralization: impact on differentiation markers, apoptosis and osteoclastic signaling. J Cell Biochem 2002; 85: 825-836.

36. Lamghari M, Tavares L, Camboa N, et al. Leptin effect on RANKL and OPG expression in MC3T3-E1 osteoblasts. J Cell Biochem 2005; 98: 1123-1129.

37. Guosheng H, Yingying J, Zhang Y, et al. Osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells by adenovirus-mediated expression of leptin. Regul Pept 2010; 163: 107-112.

38. Skalska U, Burakowski T, Janicka I, et al. Adipose derived stem cells in cartilage and bone repair in rheumatoid arthritis. Int Immunol 2010; 22: suppl. 1: ii103.

39. Dudics V, Kunsta A, Kovacs J, et al. Chondrogenic potential of mesenchymal stem cells from patirnets with rheumatoid arthritis and osteoarthritis: measurements in a microculture system. Cells Tissues Organs 2009; 189: 307-316.

40. Roubenoff R. Rheumatoid cachexia: a complication of rheumatoid arthritis moves into the 21st century. Arthritis Res Ther 2009; 11: 2-3.