Istotne fenotypy oporności na antybiotyki występujące wśród drobnoustrojów alarmowych, izolowanych z zakażeń diagnozowanych w klinikach Instytutu Reumatologii w Warszawie

Wstęp

Groźne dla pacjenta i środowiska szpitalnego (z uwagi na możliwość epidemicznego rozprzestrzeniania się) bakteryjne szczepy alarmowe, czyli szczepy o fenotypach oporności na antybiotyki, świadczących niejednokrotnie o nowo powstających mechanizmach rozwoju oporności, stanowią poważny problem kliniczny i powinny być systematycznie badane. Ich obecność oraz dynamika występowania sugerują potrzebę poszukiwania przyczyn ich pojawiania się i metod zapobiegania wytwarzaniu, a także szerzeniu się tych szczepów, poprzez realizację różnorodnych procedur epidemiologicznych oraz związanych z polityką antybiotykową. Badania takie mogą mieć charakter dostosowany do danej placówki medycznej, z pominięciem mechanizmów oporności, które mogą być wykryte, a zwłaszcza potwierdzone przez krajowe ośrodki referencyjne, niemniej aktualnie zdecydowana większość laboratoriów mikrobiologicznych może określać patogeny alarmowe z ich istotnymi fenotypami oporności. Określając izolowane z zakażeń szczepy bakteryjne o odpowiednich fenotypach oporności, autorzy mają na myśli najważniejsze mechanizmy oporności bakterii oraz ich uwarunkowania genetyczne, tj. kodowanie chromosomalne lub plazmidowe o ekspresji indukcyjnej lub konstytutywnej [1].
Do takich mechanizmów, doprowadzających do powstawania oporności zalicza się ogólnie:
• enzymatyczną inaktywację leku (chemioterapeutyku),
• nieprzepuszczalność osłon komórkowych bakterii dla leku lub jego wypompowywanie,
• brak miejsca docelowego dla leku lub jego niskie powinowactwo – gatunkowo swoiste,
• zmianę miejsca docelowego dla leku (oporność receptorowa).
Wieloletnia kontrola jakości badań mikrobiologicznych, dokonywana przez Centralny Ośrodek Badań Jakości w Diagnostyce Mikrobiologicznej zaowocowała systematycznym opracowywaniem i rekomendowaniem [1] doboru testów do oznaczania wrażliwości bakterii na chemioterapeutyki. Pozwoliło to, w coraz liczniejszych placówkach medycznych, na systematyczne badania, mające podstawowe znaczenie dla klinicystów w doborze terapii zakażeń i eradykacji patogenu alarmowego z organizmu chorego i środowiska szpitalnego.
Odnośnie do poszczególnych rodzajów (gatunków) drobnoustrojów zaleca się [1–7] zwrócenie uwagi na występowanie oporności na:
• w przypadku Staphylococcus spp. i S. ureus – metycylinę (oksacylinę) – szczepy MRSA, MRCNS [1, 8, 9]; glikopeptydy (wankomycyna, teikoplanina) – szczepy hVISA (ang. heteroresistant vancomycin-intermediate S. aureus, S. ureus średnio wrażliwy na wankomycynę o heterogennej ekspresji oporności) [1, 10, 11], VISA (ang. vancomycin-intermediate S. aureus, S. ureus średnio wrażliwy na wankomycynę), makrolidy i linkozamidy (linkomycyna, klindamycyna) – szczepy MLSB [1, 15],
• w przypadku Enterococcus spp. – aminoglikozydy o wysokim stężeniu (HLAR), glikopeptydy – szczepy VRE (oporne na wankomycynę) [1, 12, 13],
• w przypadku Streptococcus spp. i Streptococcus pneumoniae – penicylinę, makrolidy i linkozamidy – MLSB [1],
• w przypadku Neisseria meningitidis – penicylinę [1], w przypadku Haemophilus influenzae – ampicylinę – BLNAR (ang. -lactamase negative ampicillin resistant, -laktamazooporne na amplicylinę) [1],
• w przypadku rodziny Enterobacteriaceae – kwas nalidyksowy, oznaczanie wytwarzania -laktamaz o rozszerzonym spektrum substratowym (szczepy ESBL) [16–20],
• pałeczki niefermentujące – karbapenemy (oznaczanie wytwarzania metalo--laktamaz – MBL) [1, 21–23]; oznaczanie chromosomalnej cefalosporynazy (Amp C – -laktamaza), szczepy ESBL [24].

Poza wymienionymi, podstawowymi fenotypami oporności w monitorowaniu należy zwrócić uwagę na dynamikę zmian oporności na inne chemioterapeutyki, stosowane w leczeniu różnych zakażeń w zależności od szczepu i miejsca zakażenia, na które wpływać mogą właściwości farmakokinetyczne, farmakodynamiczne, co stanowi jedno z podstawowych kryteriów użyteczności chemioterapeutyku [25]. W tym aspekcie badanie powinno uwzględniać wykrywanie tzw. szczepów wieloopornych, tzn. opornych jednocześnie na co najmniej 3 grupy antybiotyków. Należy również pamiętać o występowaniu oporności naturalnej, zwłaszcza wśród pałeczek Gram-ujemnych z rodziny Enterobacteriaceae i niefermentujących (np. P. aeruginosa – na trimetoprim/sulfametoksazol i chloramfenikol). Niezwykle istotna jest interpretacja kliniczna, np. w przypadku szczepów wytwarzających ESBL, które mimo występującej niekiedy wrażliwości in vitro na wiele antybiotyków, należy traktować bezwzględnie jako szczepy klinicznie oporne lub potencjalnie oporne na wszystkie penicyliny (bez połączeń z inhibitorami), cefalosporyny (z wyjątkiem cefamycyn, np. cefoksytynę) i monobaktamy (aztreonam) [1].

Materiał i metody

Materiał poddany analizie stanowiły drobnoustroje izolowane w trakcie rutynowych badań, wykonywanych w Instytucie Reumatologii w latach 2004–2005. Pochodził on od chorych hospitalizowanych w klinikach i zależał od specyfiki kliniki oraz liczebności i obłożenia łóżek szpitalnych. Dane dotyczące liczby i rodzaju materiału poddanego badaniom są przedstawione w tab. I. Wynika z nich, że zdecydowanie najczęściej przeprowadzano badania bakteriologiczne moczu.

Diagnostykę bakteriologiczną wykonywano wg rutynowo stosowanych procedur w pracowni bakteriologicznej, natomiast oporność na chemioterapeutyki oraz poszukiwanie ww. mechanizmów oporności oparte było na rekomendacjach Krajowego Ośrodka Referencyjnego ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów (Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego), corocznie uzupełnianych [1]. Rekomendacje te oparte są na normie National Committee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS).

Wyniki

Jak wynika z tab. I, profil klinik/oddziałów oraz materiału poddanego badaniom bakteriologicznym odzwierciedla specyfikę placówki medycznej, jaką jest Instytut Reumatologii. Biorąc pod uwagę liczbę badań w minionym okresie (2004–2005), to zdecydowanie najczęściej badania bakteriologiczne zlecała Klinika Reumoortopedii (KRO) (główny oddział zabiegowy) oraz Klinika Chorób Tkanki Łącznej (KChTŁ) (oddział o potencjalnie i faktycznie najliczniejszej grupie pacjentów ciężko chorych). Najczęściej badanym materiałem zakaźnym w ww. klinikach był mocz (odpowiednio w 76 i 68%), choć z różnych powodów. O ile w przypadku KRO były to badania przeważnie wstępne, profilaktyczne przed zabiegami wszczepienia i/lub wymiany endoprotez stawu biodrowego bądź kolanowego, to badania posiewów moczu u chorych z KChTŁ dotyczyły głównie przypadków podejrzenia zakażenia dróg moczowych jako powikłań różnych chorób układowych, ewentualne wyjaśnienia gorączek o nieustalonej etiologii. W tym względzie najistotniejsze do wyjaśnienia takich gorączek są badania krwi.
Zwraca uwagę stosunkowo mała liczba zlecanych posiewów krwi (w skali IR=14,5%), najczęściej w Klinice Reumatologii (KR), Klinice Chorób Reumatycznych (KChR) – po 32%, najrzadziej w KRO – 2,3%. Takie proporcje badań bakteriologicznych w dużym stopniu sugerowały etiologię zakażeń, z przewagą np. Escherichia coli, izolowanych najczęściej z moczu, a tym samym wykrywanie spośród nich pewnych fenotypów (mechanizmów) oporności na antybiotyki, zdecydowanie różniących się od tychże fenotypów stwierdzanych u drobnoustrojów Gram-dodatnich, a izolowanych z innego niż mocz materiału zakaźnego.
Szczegółowe wyniki dotyczące występowania istotnych fenotypów oporności na antybiotyki wśród patogenów alarmowych izolowanych w 5 klinikach IR są przedstawione w tab. II.
Analizie poddano drobnoustroje zarówno Gram-dodatnie, jak i Gram-ujemne, które zakwalifikowano jako czynnik etiologiczny zakażeń, grupując je w sposób liczebnie umożliwiający wyciąganie spostrzeżeń i wniosków, nie zawsze ”rozdrabniając” na poszczególne gatunki. Pozwala to na praktycznie kliniczną i epidemiologiczną pełniejszą ocenę zjawiska występowania fenotypów oporności wśród izolowanych drobnoustrojów i uzyskanie rodzaju mapy, świadczącej o potencjalnym zagrożeniu ich szerzenia się na terenie Instytutu Reumatologii.
Spośród izolowanych drobnoustrojów Gram-dodatnich najliczniej reprezentowany gronkowiec złocisty (S. ureus) nie wykazywał całkowitej ani obniżonej oporności na antybiotyki glikopeptydowe (tzw. szczepy VRSA i VISA).
Stosunkowo rzadko izolowano niezwykle groźne dla pacjenta i środowiska szpitalnego szczepy MRSA – w 7,2% i to jedynie u pacjentów z KChTŁ (6=13,3% szczepów spośród 45 izolowanych w tej Klinice) oraz z KRO (3=12% spośród 25). W skali Instytutu występowanie MRSA było raczej zjawiskiem marginalnym, ale niebezpiecznym klinicznie i epidemiologicznie dla obu ww. klinik z uwagi na wcześniej przedstawioną charakterystykę przebywających tam chorych.
W przypadku S. ureus stosunkowo często wykrywano szczepy o fenotypach opornych na makrolidy, linkozamidy i streptograminy B. Jak widać z tab. II, w skali całego Instytutu występowały one w 18,5% (na 124 izolowanych), z dominacją tzw. MLS_B indukcyjnego (15,3%), najczęściej izolowanego w KChTŁ (17,8%) spośród 45 szczepów. Fenotypy te stwierdzono w pozostałych analizowanych klinikach, w tym rzadziej występujące fenotypy: MLS_B konstytutywny i MS_B (ang. macrolides, streptogramines-B-efflux; mechanizm wypompowywania makrolidów i streptogramin) Interpretację kliniczną tego zjawiska przedstawiono w dyskusji.
Spośród 44 szczepów gronkowców koagulazoujemnych – CNS, które zakwalifikowano jako czynnik etiologiczny stanu chorobowego, 50% w skali Instytutu wykazywało metycylinooporność. Analiza ich występowania (tab. II) w poszczególnych klinikach wykazała najczęstsze występowanie w KRO (13 szczepów na 16=81,2%) oraz w KChTŁ (4 na 11=36,4%). Również odsetki drobnoustrojów CNS opornych w mechanizmie MLSB zdecydowanie przewyższały odsetki wykazywane w przypadku S. aureus. W skali Instytutu stanowiły one 43,2%, natomiast podobnie najczęściej wykrywano je w ww. Klinikach: KChTŁ w 54,5%, a KRO w 37,5%. Dodatkowo wśród nich wykryto tzw. fenotyp L – fenotyp Staphylococcus spp. o oporności na linkomycynę i oporności/wrażliwości na klindamycynę oraz wrażliwości na erytromycynę (w KR i w KRO).
Spośród nielicznie reprezentowanych (n=13), zakwalifikowanych jako czynnik etiologiczny paciorkowców Streptococcus spp. zaledwie jeden szczep okazał się oporny w mechanizmie MLS_B typu indukcyjnego. Wykryto go w KR.
Nieco częściej izolowane na terenie Instytutu drobnoustroje Gram-dodatnie z rodzaju Enterococcus spp. (n=27) zaledwie w 1 przypadku (KR) wykazywały fenotyp VRE, natomiast w 37% były one oporne na wysokie stężenia aminoglikozydów, stanowiąc tzw. fenotyp HLAR. Jak wynika z tab. II, najczęściej izolowano je w KRO. Występowanie tych ”alarmowych” fenotypów w dość wysokim odsetku stanowi duże zagrożenie epidemiczne, z uwagi na słabą skuteczność aminoglikozydów często stosowanych w poważniejszych stanach zakażeń.
Spośród drobnoustrojów Gram-ujemnych, izolowanych od chorych IR, analizie dotyczącej występowania istotnych fenotypów oporności na antybiotyki poddano całą rodzinę pałeczek Enterobacteriaceae (tab. II), która głównie była reprezentowana przez gatunek E. coli, stwierdzany najczęściej w posiewach moczu (objawowe i bezobjawowe zakażenia dróg moczowych). Szczepy te najczęściej izolowano w KRO oraz w KChTŁ. Korzystnym zjawiskiem było wykazanie małych odsetków szczepów wytwarzających enzym -laktamazę o rozszerzonym spektrum substratowym, tzw. ESBL, których obecność determinuje kliniczną oporność szczepu na cefalosporyny. O ile w skali Instytutu odsetek ten wynosił 4,1%, o tyle w KRWR spośród 24 izolatów pałeczek Enterobacteriaceae – 4, tj. 16,6% stanowiły fenotypy ESBL.
Na stosunkowo niewielki odsetek występowania szczepów ESBL mogły wpływać (maskować) inne mechanizmy oporności na b-laktamy, niepodatne na działanie inhibitorów -laktamaz. Do nich zaliczają się produkowane konstytutywnie (chromosomalnie) -laktamazy typu Amp C [1]. W tabeli II pokazano, że wykrywane one były w pojedynczych szczepach i istotnie nie mogły wpłynąć na obniżenie odsetka szczepów ESBL.
Niepokojącym zjawiskiem było stwierdzenie wśród pałeczek Gram-ujemnych niefermentujących bardzo wysokiego odsetka szczepów ESBL. Zarówno w skali Instytutu, jak i w KChTŁ oraz KRO występowały one aż w ok. 80% (tab. II). Stwarzało to duże problemy terapeutyczne, z uwagi na brak kompleksowej wrażliwości in vivo na cefalosporyny. Pałeczki te pojedynczo wykazywały produkcję -laktamazy typu Amp C. Z uwagi na często stosowane w zakażeniach wywołanych przez te drobnoustroje karbapenemy (meropenem, imipenem) – często na ratunek – zbadano ich wrażliwość na tę grupę antybiotyków. Jak widać w tab. II, w skali Instytutu wykryto 18,2% szczepów opornych, w tym jedynie w KChTŁ i KRO. Obecności enzymów rozkładających te antybiotyki (tzw. metalokarbapenemaz) nie badano, co planuje się na materiale w ramach nowego tematu statutowego.
W tab. III przedstawiono dane, dotyczące występowania szczepów wieloopornych, które mogą stwarzać zagrożenie epidemiczne i trudności w eradykowaniu ich ze środowiska szpitalnego. Występowanie ich w zależności od jednostki taksonomicznej drobnoustroju oraz kliniki kształtowało się w bardzo różnym odsetku/liczbie. Ogólnie najliczniej hodowano je od pacjentów z KRO oraz KChTŁ. Analizując ich obecność w skali Instytutu, zwraca uwagę bardzo wysoki procent szczepów wieloopornych wśród gronkowców koagulazoujemnych (72,7%) oraz Gram-ujemnych pałeczek niefermentujących. W obu przypadkach na taką sytuację wpływały z pewnością mechanizmy determinujące tę oporność, tj. metycylinooporność (CNS) i produkcja -laktamaz ESBL (pałeczki niefermentujące).
Ostatnim etapem retrospektywnej analizy było przedstawienie lekooporności wśród najczęściej występujących i zakwalifikowanych jako potencjalny czynnik etiologiczny zakażenia – drobnoustrojów izolowanych w badanym okresie (2004–2005 r.), co mogłoby stanowić podstawę do dyskusji porównawczej z wynikami uzyskanymi w innych placówkach medycznych, ewentualnie z danymi krajowymi i zagranicznymi. Nadrzędnym celem była jednakże informacja dla klinicystów IR, pomocna w stosowaniu terapii empirycznej. Dane te – choć ogólne – są przedstawione w tab. IV, prezentującej antybiotyki rekomendowane przez KORLD (Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów).
Oporność na antybiotyki (in vitro oraz kliniczna) wskazuje na:
• znaczny odsetek oporności na penicylinę (63,8%), tetracykliny i erytromycynę oraz klindamycynę wśród S. ureus,
• ogólnie częstszą oporność na antybiotyki wśród CNS niż S. ureus,
• słabą skuteczność antybiotyków wobec drobnoustrojów z rodzaju Enterococcus spp.,
• wysoki odsetek oporności pałeczek Enterobacteriaceae m.in. na tetracykliny, cefalosporyny różnych generacji,
• częstą oporność na większość badanych antybiotyków wśród Gram-ujemnych pałeczek niefermentujących poza aminoglikozydami i fluorochinolonami (cipro- i norfloksacyna).

Dyskusja

Praca miała na celu przedstawienie ogólnej sytuacji epidemiologicznej w placówce o specyficznych cechach, gdzie zakażenie a priori nie powinno stanowić istotnego problemu. Z założenia nie wdawano się więc w szczegóły, dotyczące występowania na terenie IR poszczególnych jednostek taksonomicznych drobnoustrojów (dane takie przedstawia się w co półrocznych raportach epidemiologicznych od 2002 r. poszczególnym klinikom). Ciekawsze było przeanalizowanie występujących istotnych fenotypów oporności na antybiotyki stosowane empirycznie lub celowanie w terapii zakażeń o różnej etiologii, począwszy od stanów wręcz bezobjawowych (np. zakażenia dróg moczowych), a kończąc na ciężkich przypadkach posocznic czy bakteriemii. Systematyczny nadzór bakteriologiczny fenotypów oporności szczepów ”alarmowych” ma – jak wspomniano – ogromne znaczenie praktyczne w terapii powikłań chorób reumatycznych, jakimi są nierzadko zakażenia (zwłaszcza w toczniu układowym i reumatoidalnym zapaleniu stawów). Może on również służyć do wdrożenia odpowiedniej polityki antybiotykowej, mającej na celu maksymalne skrócenie czasu przebywania pacjenta, a tym samym wprowadzenie oszczędności finansowych.
Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów zwraca ogromną uwagę na wykrywanie specyficznych mechanizmów, warunkujących oporność na leki przeciwdrobnoustrojowe poprzez stale uaktualniane i corocznie rekomendowane metody wykrywające te mechanizmy oraz dobór testów oznaczania wrażliwości bakterii na chemioterapeutyki.
Niektóre z tych mechanizmów, mniej czy bardziej ”popularne”, wykryto wśród drobnoustrojów izolowanych z zakażeń na terenie IR. Klinicyści powinni być świadomi obecności danego fenotypu oporności, przedstawianego na wyniku badań, uzyskanego z laboratorium mikrobiologicznego. Decyduje to często o postępowaniu leczniczym, odmiennym od sugestii z uzyskanej wrażliwości drobnoustroju in vitro. Interpretacja kliniczna oporności powinna zatem a priori być zasugerowana na wyniku.
Na terenie Instytutu Reumatologii analiza izolowanych drobnoustrojów wykazała niewielki odsetek (7,2%) szczepów MRSA. Ale nawet ten niewielki procent gronkowców MRSA może stanowić duże zagrożenie epidemiczne, z uwagi na łatwość rozprzestrzeniania się gronkowców złocistych w środowisku szpitalnym (nosicielstwo, droga wertykalna: pacjent  personel medyczny). Należy podkreślić niezwykle istotną cechę, którą determinuje metycylinooporność, tj. również bezwzględną oporność in vivo na wszystkie antybiotyki -laktamowe, tj. penicyliny, penicyliny skojarzone z inhibitorami -laktamaz, cefalosporyny i karbapenemy (meropenem, imipenem). Często szpitalne MRSA są wielooporne na tetracykliny, aminoglikozydy, makrolidy, linkozamidy, fluorochinolony, trimetoprim/sulfametoksazol [9]. Opcja terapeutyczna z zastosowaniem wankomycyny, linezolidu i chinupristyny/dalfopristyny może być też podważona, z uwagi na pojawiającą się oporność na te chemioterapeutyki [wg 1]. Ogromne trudności sprawia wykrywanie szczepów średnio wrażliwych na metycylinę (badaną w metodzie dyfuzyjno-krążkowej z oksacyliną lub cefoksytyną). Powinno się w takim przypadku oznaczać wartość MIC lub stwierdzić obecność białka PBP 2a lub genu mec A, które to determinują metycylinooporność. Kłopot mogą również sprawiać szczepy tzw. pre-MRSA, które mają gen Mec A, lecz mogą być niewykrywalne krążkiem z oksycyliną, a jedynie z cefoksytyną [wg 1].
Wśród izolowanych na terenie IR szczepów S. ureus zwróciła uwagę obecność fenotypów oporności na makrolidy, linkozamidy (linkomycyna, klindamycyna) i streptograminy B. Wyróżniono wśród nich 3 z 4 fenotypów – najczęściej reprezentowany był MLSB indukcyjny (15,3%), tj. oporny na erytromycynę, a wrażliwy na linkomycynę/klindamycynę (spłaszczenie strefy zahamowania wzrostu). Pojedynczo występował fenotyp konstytutywny MLS_B, tj. oporny na erytromycynę oraz linkomycynę/klindamycynę. Oba ww. fenotypy MLS_B świadczyły o tym, że w takich przypadkach nie można stosować żadnych makrolidów, linkozamidów i streptogramin z grupy B. Jak podaje się [wg 1], fenotypy te są determinowane przez ten sam gen erm. Trzecim fenotypem, wykrytym wśród S. aureus, był tzw. MS_B (kodowany przez gen msr A), wykazujący oporność na erytromycynę i wrażliwość na linkomycynę/klindamycynę (brak spłaszczenia strefy zahamowania wzrostu). W tym wypadku nie zaleca się stosowania makrolidów 14- i 15-węglowych oraz streptogramin z grupy B.
Nie było zaskakujące stwierdzenie wśród izolowanych i przyjętych za ewentualny czynnik etiologiczny danego zakażenia – gronkowców koagulazoujemnych (CNS) zdecydowanie wyższego niż u S. aureus odsetka fenotypów opornych na metycylinę oraz na makrolidy, linkozamidy i streprograminy w tzw. mechanizmie MLS_B (tab. II). Jest to zjawisko naturalne, nie należy zatem lekceważyć tej szeroko rozpowszechnionej oporności wśród CNS, z powodu potencjalnego zagrożenia dla pacjentów i środowiska szpitalnego. Dotyczy to zwłaszcza zabiegów operacyjnych – ortopedycznych i ich ew. powikłań infekcyjnych, oraz ran/stóp cukrzycowych, tak charakterystycznych m.in. w przebiegu reumatoidalnego zapalenia stawów oraz u pacjentów ze zdecydowanie obniżoną odpornością, leczonych np. w przebiegu tocznia układowego. Odzwierciedleniem takiej sytuacji były zdecydowanie częstsze występowanie takich fenotypów (MRCNS oraz MLS_B) wśród gronkowców CNS izolowanych w Klinice Reumoortopedii i Klinice Chorób Tkanki Łącznej. Wśród tych drobnoustrojów, opornych w mechanizmie MLS_B, dodatkowo wykryto fenotyp L (linkomycyna O, erytromycyna – W).
Należy zaznaczyć, że wśród nielicznych [13] – zakwalifikowanych jako czynnik etiologiczny – paciorkowców z rodzaju Streptococcus spp., wykryto jedynie 1 fenotyp MLS_B, o charakterze indukcyjnym.
Analiza występowania istotnych fenotypów oporności na antybiotyki wśród ”alarmowych” drobnoustrojów z rodzaju Enterococcus spp. wykazała wysoki odsetek (37%) wśród nich szczepów opornych na wysokie stężenia aminoglikozydów (HLAR). Jest to niepokojące zjawisko, bowiem z klinicznego punktu widzenia ma to podstawowe znaczenie. Marginalnym zaś zjawiskiem było wykrycie wśród enterokoków jednego szczepu opornego na wankomycynę (VRE) i nie był to ani gatunek E. gallinarum, ani też E. casseliflavus, które to są naturalnie oporne na wankomycynę (tzw. fenotyp Van C, gdzie MIC mieści się w zakresie 2–32 µg/ml) [13].
Jak już wspomniano, korzystnym zjawiskiem był niewielki odsetek izolowania szczepów z rodziny Enterobacteriaceae, które produkowały b-laktamazy o rozszerzonym spektrum substratowym (ESBL). Wynosił on w skali całej placówki zaledwie 4,1%. Należy mocno podkreślić, że z definicji takie szczepy oporne są na wszystkie penicyliny (bez połączeń z inhibitorami), cefalosporyny (z wyjątkiem połączeń z inhibitorami i cefamycyn) i monobaktamy (m.in. aztreonam) [18].
Enzymy te są kodowane przez geny zlokalizowane na plazmidach i mogą być przenoszone między różnymi gatunkami pałeczek Enterobacteriaceae. Plazmidy, posiadające geny warunkujące ESBL, często zawierają również geny oporności na aminoglikozydy, tetracykliny, trimetoprim, sulfonamidy i chloramfenikol [wg 2]. Indukują więc wielooporność (oporność na co najmniej 3 grupy antybiotyków).
Grupa beta-laktamaz kodowanych chromosomalnie klasy C – tzw. Amp C, produkowane są głównie przez rodzaje Enterobacter, Serratia i gatunki Morganella morganii i Citrobacter freundii. Są one zwykle indukowane przez odpowiedni antybiotyk, ale czasami dochodzi do derepresji kodującego je genu i bez obecności antybiotyku następuje nadprodukcja Amp C. W wyniku tego powstaje oporność na cefalosporyny I–III generacji, wszystkie penicyliny (w tym z inhibitorami), aztreonam i inne (wielooporność). Enzym Amp C nie hydrolizuje karbapenemów, które w jego obecności mogą być skuteczne leczniczo. Niestety, stwierdzono, że -laktamaza Amp C może być kodowana również na plazmidzie i tą drogą przenoszona na inne gatunki drobnoustrojów [wg 2].
Wśród pałeczek Enterobacteriaceae, wyizolowanych w wymienionym okresie na terenie Instytutu Reumatologii, – na szczęście – występowanie szczepów posiadających ESBL i Amp C wyrażało się małymi procentami (tab. II).
Wśród pałeczek Gram-ujemnych niefermentujących zauważono ok. 20% oporność na karbapenemy (leki czasami ostatniej szansy). Zwłaszcza P. aeruginosa (pałeczka ropy błękitnej) często może wykazywać oporność na tę grupę antybiotyków, z uwagi na możliwość produkowania przez te drobnoustroje beta-laktamaz o aktywności karbapenemaz, zwanych też metalo-- -laktamazami (MBL), ze względu na udział jonów cynku Zn²⁺ jako kofaktorów reakcji hydrolizy antybiotyków beta-laktamowych [21, 22]. Wykrywanie tych enzymów jest dość trudne. Niemniej istnieją metody, które zaleca KORLD i dzięki którym można wykryć część MBL, co ze względów poznawczych zamierza się czynić w pracowni bakteriologicznej IR w przypadku izolacji szczepów Gram-ujemnych niefermentujących, opornych na karbapenemy. Trzeba jednakże pamiętać m.in. o naturalnej oporności na karbapenemy pałeczki niefermentującej Stenotrophomonas maltophilia [1], coraz częściej izolowanej w środowisku szpitalnym.
Reasumując, monitorowanie dynamiki pojawiania się tzw. drobnoustrojów ”alarmowych” o rzadkich fenotypach oporności na niektóre antybiotyki ma duże znaczenie w terapii empirycznej i celowanej. Klinicysta-praktyk powinien uzyskać niezbędną wiedzę, dotyczącą mechanizmów oporności podstawowych grup drobnoustrojów, krążących w środowisku szpitalnym, i podchodzić z pełnym zrozumieniem do wyniku oznaczenia lekowrażliwości.
Systematyczny nadzór bakteriologiczny i jego wyniki powinny służyć jako zwrotna informacja dla lekarzy, co w ramach działalności wielu zespołów ds. zakażeń szpitalnych odbywa się (również w Instytucie Reumatologii – co pół roku), a niniejsza praca jest szerszą analizą danych z 2 lat. Jej rezultaty zwracają uwagę na możliwość pojawienia się, a nawet już występowania pewnych groźnych fenotypów oporności, które sprawiają trudności w eradykacji takich bakterii z organizmu zakażonego i terenu placówki medycznej (kliniki).

Piśmiennictwo

1. Hryniewicz W, Sulikowska A, Szczypa K i wsp. Rekomendacje doboru testów do oznaczania wrażliwości bakterii na antybiotyki i chemioterapeutyki. Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego, Warszawa 2006. 2. Gago J, Noworyta J, Ząbek J. Niezbędna wiedza na temat oporności drobnoustrojów na chemioterapeutyki. Reumatologia 2004; 42: 64-76. 3. Geiss HK, Mach D, Seifen H. Konsensus dotyczący identyfikacji specjalnych mechanizmów oporności i interpretacji wyników badania antybiotykowrażliwości bakterii Gram(+) i Gram(-) cz. I. Zakażenia 2005; 3: 105-112. 4. Geiss HK, Mach D, Seifen H. Konsensus dotyczący identyfikacji specjalnych mechanizmów oporności i interpretacji wyników badania antybiotykowrażliwości bakterii Gram(+) i Gram(-) cz. II. Zakażenia 2005; 4: 93-99. 5. Hryniewicz W. Kliniczne znaczenie oporności na antybiotyki – mit czy rzeczywistość. Klinika Pediatryczna 2003; 11: 304-307. 6. Romaniszyn D. Pałeczki Gram(-) w zakażeniach szpitalnych. Zakażenia 2005; 5: 28-30. 7. Młynarczyk G, Młynarczyk A, Łuczak M. Mechanizmy oporności na antybiotyki szczepów MRSA/metycylinooporne Staphylococcus aureus. Zakażenia 2004; 6: 26-31. 8. Noworyta J, Gago J, Ząbek J. Występowanie szczepów gronkowcowych na terenie Instytutu Reumatologicznego w Warszawie, ze szczególnym uwzględnieniem gronkowców metycylinoopornych (MRSA, MR-CNS). Zakażenia 1998; 3-4: 35-38. 9. Hryniewicz W. Epidemiology of MRSA. Infection 1999; 27 Suppl. 2: S13-16. 10. Krzyszton-Russjan J, Gniadkowski M, Polowniak-Pracka H, et al. The first Staphylococcus aureus isolated with reduced susceptibility to vancomycin in Poland. J Antimicrobiol Chemotherapy 2002; 50: 1065-1069. 11. Młynarczyk G, Młynarczyk A, Łuczak M. Oporność na antybiotyki glikopeptydowe u ziarenkowców Gram(+). Zakażenia 2005; 1: 27-32. 12. Ozorowski T, Konopka L, Zaleska M, Pałynyczko G. Enterokoki oporne na wankomycynę. Zakażenia 2003; 1: 34-38. 13. Cetinkaya Y, Falk P, Mayhall CG. Vancomycin – resistant enterococci. Clin Microbiol Rev 2000; 13: 686-707. 14. Fiebelkorn KR, Crawford SA, McElmeel ML, et al. Practical disc-diffusion method for detection of inducible clindamycin resistance in Staphylococcus aureus and coagulase-negative Staphylococci. J Clin Microbiol 2003; 41: 4740-4744. 15. Leclercq R. Mechanisms of resistance to macrolides and lincosamides: nature of the resistance elements and their clinical implications. Clin Infect Dis 2002; 34: 482-492. 16. Gniadkowski M. -laktamazy o szerokim i rozszerzonym spektrum substratowym oraz b-laktamazy oporne na inhibitory. Antybiotykoterapia 1999; 6: 540-543. 17. Giamarelloun H. Multidrug resistance In Gram-negative bacteria that produce extended-spectrum beta-lactamases (ESBLs). Clin Microbiol Infect 2005; 11 Suppl. 4: 1-16. 18. Gniadkowski M, Mrówka A, Baraniak A i wsp. Wykrywanie b-laktamaz o rozszerzonym spektrum substratowym (ESBL) w laboratoriach mikrobiologicznych: ocena testu Vitek ESBL. Diagn Lab 2001; 37: 197-206. 19. Jarlier V, Nicolas M, Fournier G, Philippon A. Extended broad-spectrum -lactamases conferring transferable resistance to newer -lactam agents in Enterobacteriaceae: hospital prevalence and susceptibility patterns. Rev Infect Dis 1988; 10: 867-878. 20. Bush K, Jacoby GA, Medeiros AA. A functional classification scheme for -lactamases and its correlation with molecular structure. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39: 1211-1233. 21. Nordmann P, Poirel L. Emerging carbapenemases in Gram-negative aerobes. Clin Microbiol Infect 2002; 8: 321-331. 22. Arakawa Y, Shibata N, Shibayama K, et al. Convenient test for screening metallo-beta-lactamase-producing gram-negative bacteria by using thiol compounds. J Clin Microbiol 2000; 38: 40-43. 23. Laudy AE. Karbapenemazy – enzymy mogące hydrolizować szerokie spektrum -laktamaz. Zakażenia 2003; 4: 32-38. 24. Laudy AE, Starościak BJ. Beta-laktamazy pałeczek z rodziny Pseudomonadaceae. Post Mikrobiol 2000; 39: 99-132. 25. Dzierżanowska D. Antybiotykoterapia praktyczna. -medica Press, Bielsko Biała 2005.