Primary adenocarcinoma of the appendix: a case report

Wstęp
Histamina (β-aminoetyloimidazol, HA) jest aminą tkankową (nazwa pochodzi od greckiego słowa histon – tkanka), szeroko rozpowszechnioną w świecie roślin i zwierząt [1]. Została zsyntetyzowana przez Windausa i Vohta w 1907 r. Histydyna i histamina występują w dwóch postaciach izomerycznych: L-histydyna i telemetylohistamina. Postać tele- cechuje atom wodoru znajdujący się po stronie przeciwnej łańcucha etyloaminowego, a postać pros-, gdy atom jest po stronie łańcucha. Wzór strukturalny histaminy ilustruje ryc. 1. Prawie wszystkie tkanki zawierają histaminę, a jej stężenia są szczególnie duże w skórze, błonie śluzowej żołądka i jelit oraz w płucach. Wszystkie tkanki są zdolne syntetyzować histaminę z L-histydyny przy udziale specyficznej dekarboksylazy histydynowej, a niekiedy pod wpływem niespecyficznej dekarboksylazy aromatycznych L-aminokwasów. Histamina bierze udział w licznych funkcjach ustroju zarówno w procesach fizjologicznych, jak i w stanach patologicznych [2–4]. Badania Maślińskiego i wsp. [5] potwierdzają, że histamina jest ważnym mediatorem reakcji immunologicznych zachodzących w gruczołach sutkowych i rozwoju zmian włóknisto-torbielowatych gruczołu sutkowego [2]. Dalsze badania sugerują istotną rolę histaminy w rozwoju zmian nowotworowych ustroju [3, 4]. Niewiele doniesień i niejednoznaczne wyniki związane z wpływem histaminy na rozwój zmian nowotworowych w gruczole sutkowym stały się inspiracją do oceny zawartości histaminy w tkance raków przewodowych sutka i aktywność enzymów biorących udział w metabolizmie histaminy. Cele pracy: 1) ocena korelacji między stężeniami histaminy w osoczu i tkankach pierwotnych raków przewodowych gruczołu piersiowego u kobiet, 2) ocena korelacji między stężeniami histaminy w tkankach pierwotnych raków gruczołu piersiowego u kobiet a aktywnością dekarboksylazy histydynowej (HDC) i aktywnością dekarboksylazy aromatycznych L-aminokwasów (AADC), 3) ocena korelacji między stężeniami histaminy w tkankach pierwotnych raków gruczołu piersiowego u kobiet a aktywnością metylotransferazy histaminowej (HMT), 4) ocena zależności stężeń histaminy w osoczu w zależności od wielkości guzów nowotworowych, stopnia złośliwości histologicznej i przerzutów do regionalnych węzłów chłonnych.
Materiał i metody
Badaniem objęto 95 kobiet w wieku 38–70 lat, podzielonych na 2 grupy. Grupa I kontrolna obejmowała 30 kobiet w wieku 50,5±6,3 lat, u których przeprowadzane były operacje plastyczne gruczołów piersiowych bez zmian patologicznych potwierdzonych badaniami klinicznymi i biochemicznymi. W grupie II było 65 kobiet w wieku 53,9±17,1 z rakiem przewodowym gruczołu sutkowego potwierdzonym badaniem histopatologicznym wycinków pooperacyjnych. Wstępna diagnostyka zmian w sutkach u kobiet grupy II została przeprowadzona w na podstawie badań klinicznych, biofizycznych i cytologicznych materiału uzyskanego drogą punkcji cienkoigłowej zmian nowotworowych (FNB – fine needle biopsy). Receptory estrogenowe jądrowe oznaczono metodą immunohistochemiczną przy użyciu zestawu LSAB+ firmy Dako. Regularne cykle miesiączkowe występowały grupie I – 86,6%, a w grupie II – 50 77,1%, wskaźnik masy ciała BMI wynosił w grupie I 22,3±2,7, a w grupie II 27,7±3,9. Przed zabiegiem operacyjnym pobierano krew z żyły odłokciowej w godzinach rannych w celu oznaczenia histaminy w osoczu krwi. Wycinki zdrowej tkanki gruczołów piersiowych grupy kontrolnej i tkanki raków sutka u kobiet grupy II pobierano w czasie zabiegu operacyjnego, po zamrożeniu w płynnym azocie i zawinięciu w podwójną folię przechowywano w temperaturze –30°C przez 14 dni do dalszych badań w celu oznaczenia stężenia histaminy i aktywności jej enzymów. Stężenie histaminy w osoczu oznaczono metodą immunoenzymatyczną Elisa, zestawami firmy Immunotech [6], natomiast w tkankach gruczołu sutkowego metodą izotopową Taylora [7]. Aktywność dekarboksylazy histydynowej oraz dekarboksylazy aromatycznych L-aminokwasów w tkankach oznaczano metodą izotopową wg Wataneba [8], oksydazy diaminowej (DAO) metodą izotopową Fogel i wsp. [9], aktywność oksydazy monoaminowej B (MAO-B) metodą Fogler i wsp. [10], aktywność metylotransferazy histaminowej metodą Snydera i wsp. [11], dobowe wydalanie kwasu telemetyloimidazolooctowego (MIAA) metodą chromatografii cieczowej wysokociśnieniowej [12]. Badania morfologiczne tkanek wykonywano w Zakładzie Patomorfologii i Genetyki Pomorskiej Akademii Medycznej w Szczecinie. Badania biochemiczne natomiast w Zakładzie Amin Biogennych Polskiej Akademii Nauk w Łodzi i Pracowni Biochemicznej Uniwersytetu Medycznego w Bremie-Niemcy. Do analizy statystycznej użyto programu Statistica PC Ed Statsoft Kraków 1998, współczynniki korelacji Pearsona mierzono przyjmując za znamienność statystyczną p<0,05. Na wszystkie badania uzyskano zgodę Komisji Etyki Lekarskiej Pomorskiej Akademii Medycznej w Szczecinie, nr BN.001/7/2000.
Wyniki
Wyniki zestawiono w czterech tabelach. Tabela 1. przedstawia charakterystykę kobiet w grupie I kontrolnej i grupie II – z rakiem przewodowym gruczołu piersiowego, poddanych badaniom klinicznym, histologicznym i biochemicznym. Wynika z nich, że masa ciała i BMI u kobiet z rakiem przewodowym gruczołu piersiowego jest większa w porównaniu z wartościami grupy kontrolnej (p<0,05). W tab. 2. zestawiono wyniki badań klinicznych i histopatologicznych raków gruczołu piersiowego u kobiet. Wykazano, że u 65 badanych kobiet, rak przewodowy sutka występował w 57 przypadkach (87,7%), Ca lobulare w 5 (7,7%), Ca cribriforme u 3 [4,6 %]. W rakach przewodowych inwazyjność występowała u 59 (90,7%) kobiet, a rak nieinwazyjny u 6 (9,3%). Receptory estrogenowe w rakach przewodowych stwierdzono w 57 (87,7%) przypadkach, a brak receptorów w 8 (12,3%). Wymiary guzów sutka T1 21 (32,3%), T2 15 (23,1%), T3 29 (44,6%). Stopień histologicznej złośliwości raków wg Blooma i Richardsona stwierdzono w I stopniu u 17 (26,1%) kobiet, w II stopniu u 37 (56,9%), w III stopniu u 11 (16,9%). Brak przerzutów do regionalnych węzłów chłonnych stwierdzono w 23 przypadkach (35,4%), a przerzuty w 42 (64,6%). Odległe przerzuty do węzłów nadobojczykowych po stronie guza stwierdzono u 7 pacjentek (10,77%). W tab. 3. zestawiono średnie wartości stężeń histaminy w osoczu i tkankach rakowych oraz aktywność enzymów biorących udział w metabolizmie histaminy w tkance gruczołu piersiowego. Wynika z niej, że w porównaniu z grupą kontrolną u kobiet z rakiem przewodowym gruczołów piersiowych stężenia histaminy zarówno w osoczu (p<0,01), jak i tkankach rakowych były istotnie wyższe (p<0,001). Aktywności enzymów: dekarboksylazy histydynowej (p<0,01) i dekarboksylazy aromatycznych L-aminokwasów (p<0,05) oraz N-metylotransferazy histaminowej (p<0,05) były istotnie większe. Aktywność enzymów oksydazy diaminowej (p<0,001) oraz oksydazy monoaminowej B (p<0,01) była natomiast znacznie mniejsza w tkankach rakowych. Dobowe wydalanie z moczem kwasu telemetyloimidazolooctowego u kobiet grupy II była istotnie mniejsze (p<0,01). Tabela 4. przedstawia stężenie histaminy w osoczu chorych na raka przewodowego sutka w zależności od wielkości guza nowotworowego, stopnia złośliwości histologicznej i przerzutów do regionalnych węzłów chłonnych. Wynika z niej, że stężenia histaminy w osoczu nie zależą od wielkości guza nowotworowego, natomiast statystycznie wzrastają w II i III stopniu złośliwości histologicznej wg Blooma-Richardsona w porównaniu z wartościami I stopnia złośliwości. Stężenia histaminy w osoczu zależą również od liczby przerzutów do regionalnych węzłów chłonnych wykazując istotny wzrost w porównaniu z wartościami bez przerzutów. U kobiet z rakiem przewodowym gruczołu piersiowego występuje istotna dodatnia korelacja między stężeniami histaminy w osoczu i w tkance rakowej (r=0,335; p<0,05). Zachodzą również dodatnie korelacje między stężeniem histaminy w tkankach rakowych a aktywnością dekarboksylazy histydynowej (r=0,492; p<0,05). Nie stwierdzono natomiast korelacji między stężeniem histaminy a aktywnością dekarboksylazy aromatycznych L-aminokwasów. Występuje istotnie dodatnia korelacja między stężeniem histaminy w tkankach z rakiem przewodowym gruczołu piersiowego a aktywnością metylotransferazy histaminowej (r=0,195; p>0,05). W rakach przewodowych gruczołu piersiowego występuje natomiast ujemna korelacja między zawartością histaminy w tkance rakowej a aktywnością oksydazy diaminowej (r= -0,321; p<0,01) i aktywnością oksydazy monoaminowej B (r= -0,342; p<0,05). Stężenia gonadotropin (p<0,001), estronu (p<0,05), estradiolu (p<0,01) oraz prolaktyny podstawowej (p<0,05) i po teście z metoklopramidem są istotnie mniejsze. Stężenia testosteronu całkowitego, wolnego i siarczanu dehydroepiandrostendionu natomiast nie wykazywały różnic.
Omówienie wyników
Histamina endogenna jest produktem swoistej dekarboksylazy przy udziale fosforanu 5-pirydoksalu jako koenzymu i niespecyficznej dehydrogenazy aromatycznych L-aminokwasów. Metabolizm histaminy w ustroju odbywa się dwoma torami (ryc. 2.), poprzez metylację z udziałem N-metylotransferazy, której aktywność w rakach przewodowych gruczołu piersiowego była istotnie wyższa (p>0,01), oraz oksydazy monoaminowej B, której aktywność w rakach była znamiennie mniejsza (p<0,01). U człowieka histamina w 75% jest metabolizowana poprzez metyzację z następową oksydacją [1]. Biotransformacja histaminy na drodze dezaminacji oksydacyjnej katalizowana jest przez oksydazę diaminową, której aktywność w rakach przewodowych gruczołu piersiowego była istotnie mniejsza (p<0,001). W torze metabolicznym dezaminacji oksydacyjnej i metylacji uczestniczą również dehydrogenaza aldehydowa (ALDH), oksydaza aldehydowa (ALO) i oksydaza ksantynowa (XO), które katalizują aldehyd telemetyloimidazolooctowy do kwasu tele-metyloimidazolooctowego, a aldehyd imidazolooctowy do kwasu imidazolooctowego. Schemat metabolizmu histaminy ilustruje ryc. 2. Istotny wzrost stężenia histaminy w tkankach raków przewodowych gruczołu piersiowego (p<0,01) i w osoczu (p<0,01), może być spowodowany zachwianiem równowagi między biosyntezą i biotransformacją histaminy, która manifestuje się istotnym obniżeniami dobowego wydalania z moczem kwasu telemetyloimidazolooctowego (p<0,01), końcowego metabolitu histaminy na drodze metylacji. Histamina jest magazynowana w komórkach tucznych, w ziarnistościach wydzielniczych w kompleksie z heparyną i cynkiem [14], a jej zawartość w tkankach poszczególnych narządów jest dość zróżnicowana. Histamina wpływa na czynność narządów za pośrednictwem 3 typów receptorów histaminowych. Selektywne inhibitory receptora H1 nazywamy lekami antyhistaminowymi, inhibitory receptora H2 hamują wydzielanie kwaśnego soku żołądkowego, natomiast za pośrednictwem receptorów H3 histamina pełni funkcję autoreceptora, hamuje uwalnianie histaminy, odgrywa rolę neuroprzekaźnika ośrodkowego układu nerwowego oraz regulatora wydzielania peptydów podwzgórzowych i kontroluje liczne reakcje wegetatywne. Histamina działa bezpośrednio poprzez receptory H2 na proliferację i wczesną ekspresję odpowiedzi komórkowej za pośrednictwem genu c-fos, powodując zwiększenie metabolizmu komórek [15]. Wzrost aktywności receptorów H2 prowadzi do indukcji protein kinazy C w komórkach, ich przerostu oraz następowych zmian proliferacyjnych gruczołu sutkowego. Stwierdzona w obecnych badaniach istotnie wyższa zawartość histaminy (p<0,001) w tkankach raków przewodowych sutka w porównaniu z wartościami u kobiet zdrowych, może przemawiać za rolą tej monoaminy w patogenezie nowotworów. Istotny wzrost zawartości histaminy w tkankach raków przewodowych spowodowany jest wzrostem biosyntezy histaminy z histydyny w wyniku znamiennie większej aktywności dekarboksylazy histydynowej (p<0,01) i niespecyficznej dekarbosylazy aromatycznych L-aminokwasów (p<0,05) oraz obniżenia aktywności DAO (p<0,001) i MAO-B (p<0,01), które wpływają na biotransformację histaminy na drodze dezaminacji oksydacyjnej. Wyniki te są zgodne z doniesieniami innych autorów [16], którzy wykazali, że zawartość histaminy w guzach sutka zależy od miejsca pobrania wycinka do badania [17]. Mimo że w tkankach obwodowych dużych guzów zawartość histaminy jest wyższa, nie wykazano korelacji między wymiarami guza a stopniem zróżnicowania i miejsca pobrania wycinków do badania [18]. Stężenie histaminy w osoczu również nie zależy od wielkości guzów nowotworowych, natomiast występuje zależność od stopnia złośliwości histologicznej wg Blooma oraz liczby przerzutów do węzłów chłonnych. Stopień złośliwości histologicznej wywiera wpływ na liczbę przerzutów do węzłów chłonnych regionalnych i odległych. Istotny wzrost stężenia histaminy w tkance raków przewodowych sutka może być spowodowany również znamiennym wzrostem aktywności N-metylotransferazy [19], która katalizuje przemianę histaminy tkankowej do telemetylohistaminy poprzez metylację [20]. Proliferacyjne działanie histaminy w schorzeniach gruczołu sutkowego pozostaje w interakcji z naskórkowym czynnikiem wzrostowym (EGF), którego synteza pobudzana jest przez histaminę [21]. Zastosowanie inhibitorów receptorów w leczeniu łagodnych schorzeń gruczołu sutkowego prowadzi do zahamowania procesów proliferacyjnych i rozwoju nowotworów. Wzrost aktywności receptorów histaminowych w komórkach prowadzi do niekontrolowanej proliferacji komórek, wzrostu gęstości tkanek sutka i rozwoju zmian nowotworowych [22]. Z badań innych autorów wynika, że stężenia histaminy dodatnio korelują ze wskaźnikiem masy ciała oraz inwazyjnością nowotworów w rakach przewodowych gruczołu piersiowego [23].
Wnioski
1. Wysokie stężenie histaminy w osoczu i tkankach raków przewodowych gruczołu piersiowego może być spowodowane większym uwalnianiem histaminy z tkanek nowotworów do krążenia. 2. Istotny wzrost stężenia histaminy w tkankach raków przewodowych gruczołu piersiowego może przemawiać za udziałem tej monoaminy w patogenezie schorzenia. 3. Wykładnikami zaburzonego metabolizmu histaminy w tkankach raków przewodowych gruczołu piersiowego są: znamienny wzrost aktywności enzymów biorących udział w biosyntezie oraz obniżenie aktywności enzymów uczestniczących w biotransformacji. 4. Wyższe stężenie histaminy w osoczu u kobiet z rakiem przewodowym gruczołu piersiowego nie zależy od wielkości guza nowotworowego, lecz od stopnia złośliwości histologicznej i liczby przerzutów do węzłów regionalnych.
Podziękowanie
Autorzy pracy składają serdeczne podziękowanie za wyrażenie zgody na przeprowadzenie badań morfologicznych i biochemicznych prof. Wenancjuszowi Domagale, prof. Agnieszce Fogel i dr. Gerritznemu. Praca oryginalna, finansowana przez Komitet Badań Naukowych, nr 4 PO5E10619
Piśmiennictwo
1. Maśliński C. Histamine and its metabolism in mammals. Part I and II. Agents Actions 1975; 5: 89-107 and 183-225. 2. Breckwoldt M. Endocrinology and therapy of breast diseases. Zentralbl Gynakol 1990; 112: 1097-9. 3. Whitehead RJ, Taylor DJ, Evanson JM, Hart IR, Woolley DE. Demonstration of histamine H2 receptors on human melanoma cells. Biochem Biophys Res Commun 1988; 151: 518-23. 4. Adams WJ, Lawson JA, Morris DL. Cimetidine inhibits in vivo growth of human colon cancer and reverses histamine stimulated in vitro and in vivo growth. Gut 1994; 35: 1632-6. 5. Maśliński C, Kierska D. Histamine in C3H/W mice carrying spontaneous tumors of the mammary gland. Agents Actions 1991; 33: 192-4. 6. Laroche D, Dubois F, Gérard JL, Lefrançois C, André B, Vergnaud MC, Dubus L, Bricard H. Radioimmunoassay for plasma histamine: a study of false positive and false negative values. Br J Anaesth 1995; 74: 430-7. 7. Taylor KM, Snyder SH. Isotopic microassay of histamine, histidine, histidine decarboxylase and histamine methyltransferase in brain tissue. J Neurochem 1972; 19: 1343-58. 8. Watanabe T, Taguchi Y, Sasaki K, Tsuyama K, Kitamura Y. Increase in histidine decarboxylase activity in mouse skin after application of the tumor promoter tetradecanoylphorbol acetate. Biochem Biophys Res Commun 1981; 100: 427-32. 9. Fogel WA, Ulatowska M, Adach K, Osińska Z. A sum of 14C-putrescine metabolites as a measure of DAO activity. Column chromatography assay. Agents Actions 1985; 16: 99-101. 10. Fowler CJ, Tipton KF. Deamination of 5-hydroxytryptamine by both forms of monoamine oxidase in the rat brain. J Neurochem 1982; 38: 733-6. 11. Snyder SH, Axelrod J. Sex differences and hormonal control of histamine methyltransferase activity. Biochem Biophys Acta 1965; 111: 416-21. 12. Søndergaard I. Quantitative determination of 1,4-methyl-imidazoleacetic acid in urine by high performance liquid chromatography. Allergy 1982; 37: 581-6. 13. Stanisz A. Przystępny kurs statystyki w oparciu o program Statistica PC, Ed. StatSoft, Kraków 1998. 14. Maslinski C, Kierska D, Fogel WA, Kinnunen A, Panula P. Histamine: its metabolism and localization in mammary gland. Comp Biochem Physiol C 1993; 105: 269-73. 15. Wang LD, Hoeltzel M, Butler K, Hare B, Todisco A, Wang M, Del Valle J. Activation of the human histamine H2 receptor is linked to cell proliferation and c-fos gene transcription. Am J Physiol 1997; 273: C2037-45. 16. Chanda R, Ganguly AK. Diamineoxidase activity and tissue histamine content of human skin, breast and rectal carcinoma. Cancer Lett 1987; 34: 207-12. 17. Garcia-Caballero M, Neugebauer E, Rodriguez F, Nu¼ez de Castro I, Vara-Thorbeck C. Histamine synthesis and content in benign and malignant breast tumours. Its effects on other host tissues. Surg Oncol 1994; 3: 167-73. 18. Burtin C, Scheinmann P, Salomon JC, Lespinats G, Frayssinet C, Lebel B, Canu P. Increased tissue histamine in tumour-bearing mice and rats. Br J Cancer 1981; 43: 684-8. 19. Stanosz S, Stanosz M. Histamine in the neoplasmatic tissue of the breast cancer. VI Congress of European Society for Gynecologic and Obstetric Investigation. Madonna di Campiglio 2002; 444-7. 20. Kikuchi K, Kanedo T, Takehara K. Effect of various growth factors and histamine on cultured colloid fibroblast. Dermatology 1995; 190: 4-8. 21. Stanosz S, Sieja K, Wysocki K. Histamina and epidermal growth factor in women with mild pathological state of mammary gland. Gin Prakt 2000; 8: 43-5. 22. Davio C, Baldi A, Mladovan A, Cricco G, Fitzsimons C, Bergoc R, Rivera E. Expression of histamine receptors in different cell lines derived from mammary gland and human breast carcinomas. Inflamm Res 1995; 44 (supl. 1): S70-1. 23. Sieja K, Stanosz S, von Mach-Szczypiński J, Olewniczak S, Stanosz M. Concentration of histamine in serum and tissues of the primary ductal breast cancers in women. Breast 2005; 14: 236-41.
Adres do korespondencji
prof. dr hab. med. Stanisław Stanosz Pracownia Menopauzy i Andropauzy Pomorska Akademia Medyczna ul. Unii Lubelskiej 1 71-256 Szczecin tel. +48 91 486 13 20 faks +48 91 425 33 06 e-mail: stanosz@poczta.onet.pl