REVIEW PAPER
Metalloproteinases in the pathogenesis of systemic inflammatory rheumatic diseases

Adres do korespondencji:
lek. Anna Olewicz-Gawlik, Klinika Reumatologii i Immunologii Klinicznej, Akademia Medyczna im. K. Marcinkowskiego, ul. Winogrady 144, 61-626 Poznań
Praca wpłynęła: 29.08.2005 r.

W ostatnim czasie w reumatologii dokonano znacznego postępu. Potrafimy skuteczniej rozpoznawać, monitorować i leczyć choroby reumatyczne. Dzięki wysiłkom badaczy molekularne mechanizmy tych chorób przestają być tajemnicą. Zainteresowanie naukowców ogniskuje się obecnie na kilkunastu grupach cząsteczek, związanych z rozwojem układowych chorób reumatycznych. Jedną z nich stanowią metaloproteinazy (MMPs).
MMPs stanowią rodzinę zależnych od wapnia, zawierających cynk endoproteinaz aktywnych w neutralnym pH [1]. Znanych jest ponad 20 MMPs, należących do 4 kategorii: żelatynazy (MMP-2, -9), stromelizyny (MMP-3, -10, -11), kolagenazy (MMP-1, -8, -13) oraz enzymy związane z błoną komórkową (MMP-14, -15, -16, -17, -24, -25). Łącznie MMPs trawią wszystkie składniki macierzy zewnątrzkomórkowej. Nie jest to jednak ich jedyna rola. Do substratów MMPs należą cytokiny, czynniki wzrostu, białka ostrej fazy, proenzymy oraz białka biorące udział w przekazywaniu sygnałów i apoptozie, dzięki czemu MMPs uczestniczą w odpowiedzi zapalnej, proliferacji, apoptozie i migracji komórek (ryc. 1.).
To, co wiemy dzisiaj, to zaledwie wierzchołek góry lodowej, niepoznanej jeszcze wiedzy o roli MMPs w procesach fizjologicznych i patologicznych, takich jak nowotworzenie i zapalenie. Skomplikowane relacje pomiędzy MMPs a innymi biologicznie czynnymi cząstkami w zapalnych układowych chorobach tkanki łącznej są od wielu lat przedmiotem badań. Najlepiej poznano je w przypadku reumatoidalnego zapalenia stawów (RZS).

Metaloproteinazy w reumatoidalnym
zapaleniu stawów
W RZS badano zarówno ekspresję MMPs w błonie maziowej zajętych chorobą stawów, jak i ich stężenie w płynie stawowym i surowicy pacjentów. Z dostępnej znacznej liczby publikacji kilka zasługuje na szczególną uwagę. Konttinen i wsp. [2] przeanalizowali ekspresję MMPs od MMP-1 do MMP-20 w błonie maziowej chorych na RZS i osób po urazowym uszkodzeniu stawów. Celem pracy było porównanie wzorców ekspresji MMPs u chorych z zapalnym i niezapalnym uszkodzeniem stawu. Chorzy na RZS charakteryzowali się znamiennie wyższą ekspresją MMP-1, -9, -14 (MT1-MMP), a ekspresję MMP-13 i -15 (MT2-MMP) wykazano wyłącznie u chorych na RZS. Inni badacze opisali związek między stężeniem MMP-1 w płynie stawowym a nasileniem procesu zapalnego w błonie maziowej [3] oraz między aktywnością MMP-2 w płynie stawowym a obecnością nadżerek [4]. W grupie chorych na RZS odpowiadających na stosowaną terapię zaobserwowano obniżenie ekspresji MMP-1 i -3 w synowium oraz stosunku MMP-1/tkankowy inhibitor metaloproteinaz (TIMP) -1, MMP-3/TIMP-1 i MMP-3/TIMP-2 [5]. Opisano także wzrost stężeń MMP-1, -2, -3, -8, -9 w płynie stawowym stawów objętych zapaleniem [6]. Kliniczne znaczenie może mieć fakt, że stężenia MMP-8 i -9 wykazały tendencję wzrostową wraz z progresją choroby, natomiast stężenia MMP-1 i -3, wysokie na początku RZS, malały w zaawansowanym stadium [6].
Również oznaczanie surowiczych stężeń wybranych MMPs może mieć wartość praktyczną. Wysokie stężenie MMP-3 na początku choroby skojarzono ze znaczną destrukcją stawów i przyspieszoną progresją choroby, i to jako niezależny czynnik ryzyka obok predyspozycji genetycznej (shared epitopes w locus DRB1), czynnika reumatoidalnego i stężenia białka C-reaktywnego (CRP) [7]. Co więcej, spadkowi aktywności choroby towarzyszyło obniżenie stężeń MMP-8 i -9 [7], a stężenie MMP-8
korelowało z markerami zapalenia [8]. Wykazano także zależność między wysokim stężeniem MMP-1 a rozwojem nadżerek stawowych [9] oraz związek stężenia MMP-3 z CRP i aktywnością zapalenia błony maziowej [10]. O stopniu skomplikowania regulacji MMPs i ich funkcji świadczą wyniki Sharifa i wsp. Badacze zaobserwowali podwojenie stężenia MMP-3 w surowicy chorych na RZS leczonych prednizolonem w dawce 7,5 mg/dobę, podczas gdy kliniczne i biologiczne wskaźniki aktywności RZS uległy obniżeniu [11].

Rola metaloproteinaz w patogenezie twardziny układowej
Proces włóknienia odgrywa istotną rolę w patomechanizmie twardziny układowej. W związku z tym wydaje się oczywiste, że obecne w tej chorobie zaburzenia homeostazy tkanki łącznej mogą być związane z nieprawidłowościami w układzie MMPs/TIMPs. Wykazano wyższe średnie stężenie TIMP-1 u chorych z chorobą uogólnioną niż u osób z ograniczoną postacią twardziny, toczniem układowym i RZS [12]. W grupie chorych z wysokim surowiczym stężeniem TIMP-1 częściej obserwowano włóknienie płuc i przeciwciała przeciw topoizomerazie 1 oraz odwrotnie proporcjonalną zależność między stężeniem TIMP-1 i pojemnością dyfuzyjną płuc dla tlenku węgla (DLCO) [12], choć wyniki dotyczące profilu zmian narządowych u chorych z podwyższonym TIMP-1 nie są jednoznaczne [13]. Co ciekawe, stężenia TIMP-1 i MMP-1 korelowały z czasem trwania choroby, a u chorych z postacią uogólnioną twardziny trwającą dłużej niż 4 lata nastąpił znamienny spadek stężenia TIMP-1 w porównaniu z wczesną fazą choroby (czas trwania krótszy niż 2 lata) [13]. Fakt ten może odzwierciedlać progresywny charakter choroby w początkowym okresie jej trwania.
Dane dotyczące roli TIMP-2 w patogenezie twardziny układowej są kontrowersyjne. Yazawa i wsp. wykazali podwyższone stężenie TIMP-2 w surowicy chorych i związek między stężeniem TIMP-2 a stopniem zajęcia skóry, DLCO i przyspieszonym OB [14]. Wyników tych nie potwierdzili jednak inni [13]. Opisano także wzrost ekspresji mRNA dla TIMP-3 w fibroblastach uzyskanych od chorych na twardzinę [15].
Sato i wsp. [16] w badaniach nad patogenezą twardziny układowej zwrócili uwagę na odmienny aspekt problemu. Wykazali związek akumulacji włókien kolagenowych w skórze chorych z podwyższonym stężeniem przeciwciał przeciwko MMP-1 w surowicy, prawdopodobnie istotnym składnikiem układowej odpowiedzi autoimmunologicznej w sklerodermii. Co więcej, najwyższe stężenia przeciwciał występowały u osób z uogólnioną postacią choroby i istotnie korelowały ze stopniem zajęcia skóry, płuc i naczyń nerkowych. Podobne wyniki otrzymano dla przeciwciała anty-MMP-3, także obecnego w zwiększonym stężeniu w surowicy chorych [17]. Nishijiama i wsp. wykazali przydatność oznaczania tego przeciwciała jako surowiczego markera aktywności twardziny [17].
Interesujące wyniki przedstawili Kikuchi i wsp. [18]. Wykazali, że surowicza aktywność MMP-9 jest odwrotnie proporcjonalna do oceny grubości skóry wg zmodyfikowanej skali Rodnana [19] i w uogólnionej postaci choroby może być użytecznym parametrem odzwierciedlającym stopień zajęcia skóry. Dane na temat roli MMP-9 w twardzinie nie są jednak jednoznaczne [20]. Wzrost stężenia MMP-3 może świadczyć natomiast o nakładaniu się RZS i twardziny [21], a nadprodukcja MMP-12 może odpowiadać za zaburzoną w twardzinie angiogenezę [22].
Wyniki badań wskazują także, że ekspresja genów cząsteczek biorących udział w procesie włóknienia w twardzinie układowej jest w dynamiczny sposób modulowana. We wczesnym okresie choroby (do roku) zaobserwowano wzmożoną ekspresję genów dla prokolagenu I i III, dekoryny, MMP-1, -3, TIMP-1 i aktywatorów plazminogenu [23]. Pomiędzy 2. i 4. rokiem choroby zmniejszeniu uległa ekspresja genów dla dekoryny, MMP-1, 2 i -3, a utrzymywała się wzmożona ekspresja mRNA dla TIMP-1 i prokolagenu 1. Co więcej, nie wykazano różnicy w ekspresji genów badanych białek pomiędzy grupą kontrolną a chorymi w późnym stadium choroby (czas trwania ponad 6 lat).
Z przedstawionych danych wynika, że proces włóknienia w twardzinie układowej może mieć przyczynę nie tylko we wzroście stężenia inhibitorów MMPs, ale także w odpowiedzi autoimmunologicznej, wyrażającej się obecnością przeciwciał anty-MMPs, co w konsekwencji powoduje spadek obrotu macierzy zewnątrzkomórkowej tkanki łącznej i nadmierną akumulację włókien kolagenowych w skórze i narządach wewnętrznych chorych.

Rola metaloproteinaz w układowych
zapaleniach naczyń
Ukazało się stosunkowo niewiele prac, dotyczących roli MMPs w innych niż opisane wyżej układowych chorobach tkanki łącznej. Wydaje się, że cechą wspólną pewnych jednostek z tej grupy jest wzmożona ekspresja MMP-9. Fakt ten obserwowano m.in. w kilku postaciach układowych zapaleń naczyń, np. w olbrzymiokomórkowym zapaleniu tętnic. Wzrostowi surowiczego stężenia i aktywności MMP-9 w tej chorobie towarzyszył wzrost ekspresji mRNA dla MMP-9 w warstwie środkowej ściany naczyniowej [24].
Innym zapaleniem naczyń, w którego patogenezie podkreśla się rolę zaburzeń regulacji MMPs, jest choroba Kawasaki. Opisano podwyższenie ekspresji MMP-9 i -2 w ścianach naczyń chorych, przy braku kompensacji ze strony TIMP-1, a rozmieszczenie obu MMPs w poszczególnych kompartmentach naczyniowych było różne [25]. Co ciekawe, ekspresja MMP-9 była wzmożona nawet w nieobecności zmian zapalnych. Wydaje się możliwe uczestnictwo MMP-2 w procesie proliferacji błony wewnętrznej i angiogenezie, a MMP-9 w formowaniu się tętniaków naczyń wieńcowych. Inna grupa badaczy zaobserwowała znacznie wyższe surowicze stężenia MMP-1, -2, -3, -9 i TIMP-1, -2 u chorych na chorobę Kawasaki w porównaniu z grupą osób zdrowych [26]. Stężenie MMP-9 najwyższe w przypadku obecności zmian w tętnicach wieńcowych ulegało obniżeniu po dożylnym podaniu immunoglobulin, a zajęciu tętnic wieńcowych towarzyszył istotnie podwyższony stosunek MMP-9/TIMP-2 i MMP-3/TIMP-1.
Ciekawe wyniki zaprezentowali Bjerkeli i wsp. [27]. Opisali istotny wzrost ekspresji MMP-1, -2, -12, -14 w leukocytach krwi obwodowej chorych na ziarniniaka Wegenera w okresie remisji, w porównaniu z grupą kontrolną. Osoby z aktywną chorobą wyróżniał znaczny, selektywny wzrost ekspresji MMP-2 i -8. W pracy wykazano także istotnie wyższe stężenia MMP-2, -3 i TIMP-1 oraz korelację stężeń MMP-8 i TIMP-1 z CRP w surowicy chorych. Aktywność MMPs w grupie chorych była znamiennie większa niż u osób zdrowych.
Dane literaturowe wskazują na znaczenie osoczowych stężeń MMP-2 w rozpoznaniu, a MMP-3 i -9 w monitorowaniu aktywności zapalenia tętnic typu Takayashu [28].

Rola metaloproteinaz w innych
zapalnych chorobach tkanki łącznej
Toczeń układowy nie jest wyjątkiem pod względem zaburzeń w układzie MMPs wśród układowych chorób tkanki łącznej. W interesującej pracy Trysberg i wsp. wykazali, obok podwyższonego stężenia MMP-9 w płynie mózgowo-rdzeniowym chorych z zajęciem układu nerwowego, korelację pomiędzy stężeniami MMP-9 i produktów degradacji neuronów oraz komórek glejowych [29]. W innej publikacji opisano podwyższoną ekspresję i aktywność MMP-9 w leukocytach krwi obwodowej chorych, niezrównoważoną przez podwyższenie stężenia TIMP-1 [30]. Za rolą MMP-9 w patogenezie tocznia układowego przemawiają również obserwacje Faber-Elmann i wsp. [31]. Wykazali oni zależność między surowiczym stężeniem MMP-9 a obecnością zmian skórnych o charakterze rumienia krążkowego, objawu Raynauda, zapaleniem płuc, owrzodzeniami błony śluzowej jamy ustnej i obecnością przeciwciał antyfosfolipidowych. Zapalenie stawów, nadwrażliwość na światło i zaburzenia hematologiczne występowały rzadziej u chorych z podwyższoną aktywnością MMP-9, podczas gdy objaw Raynauda i niskie stężenia białek układu dopełniacza C3 i C4 – częściej. Co ciekawe, stężenie krążącej MMP-9 było odwrotnie proporcjonalne do surowiczego poziomu przeciwciał przeciw natywnemu DNA, które to odkrycie może być przydatne dla potrzeb monitorowaniu aktywności choroby [32].
Wzrost ekspresji MMP-1, -2 i -9 zaobserwowano w zapaleniu wielomięśniowym, skórno-mięśniowym i wtrętowym zapaleniu mięśni [33].
Kilka interesujących doniesień na temat roli MMPs dotyczy pierwotnego zespołu Sjögrena. Perez i wsp. wykazali pozytywną zależność między ekspresją i aktywnością MMP-9 oraz ekspresją MMP-3 a ciężkością i aktywnością choroby, w tym ze strukturalnymi i funkcjonalnymi zmianami wargowych gruczołów ślinowych [34]. Co istotne, zwiększenie aktywności wymienionych MMPs wynikało głównie z syntezy w komórkach nabłonka wydzielniczego, natomiast w małym stopniu z produkcji przez komórki nacieku zapalnego. Hulkkonen i wsp. [35] opisali natomiast istotnie mniejsze osoczowe stężenie MMP-9 u chorych z zespołem Sjögrena z plamicą, dodatnimi czynnikiem reumatoidalnym i przeciwciałami anty-SS-A niż u chorych bez tych cech, a podwyższone stężenie MMP-9 korelowało z dodatnim testem Schirmera i obecnością keratoconiunctivitis sicca. Za znaczeniem układu MMPs/TIMPs i proteolizy w destrukcji tkanki gruczołów i przewodów ślinowych przemawia wzrost stężenia i aktywności MMP-9 oraz wysoki stosunek MMP-9/TIMP-1 w ślinie pacjentów z pierwotnym zespołem Sjögrena [36]. Podwyższone stężenie MMP-9 wykazano też w łzach i moczu chorych, co może mieć pewne znaczenie praktyczne [37, 38].

Podsumowanie
Przytoczone wyniki badań jednoznacznie wskazują na ważne znaczenie układu MMPs/TIMPs w patogenezie zapalnych układowych chorób reumatycznych. Czyni to MMPs i ich inhibitory dobrym punktem uchwytu dla potencjalnych terapii. Dane pochodzące z badań na modelach zwierzęcych zapaleń stawów są obiecujące [39, 40]. Niestety, zastosowanie inhibitorów MMPs u ludzi napotyka na wiele ograniczeń. Szeroki zakres działania dotychczas stosowanych związków skutkował hamowaniem fizjologicznej aktywności MMPs i poważnymi objawami niepożądanymi [41]. Wysiłki badaczy skoncentrowały się zatem na poszukiwaniu selektywnych inhibitorów MMPs, wpływaniu na szlaki przekazywania sygnałów oraz hamowaniu ekspresji genów dla MMPs. Co ciekawe, leki należące do tej ostatniej grupy są już od dawna używane w praktyce klinicznej. Przykładem są szeroko stosowane w reumatologii glikokortykosteroidy, choć trudno mówić w tym przypadku o selektywności działania. Do obniżenia ekspresji MMPs prowadzi także terapia lekami biologicznymi [42]. Biorąc pod uwagę ciągły rozwój medycyny molekularnej i biotechnologii, dotychczasowe trudności związane z poszukiwaniem skutecznych i bezpiecznych terapii chorób reumatycznych wydają się zbliżać do końca, choć optymizm związany ze skutecznością niektórych preparatów w układach eksperymentalnych już nieraz okazał się przedwczesny. Selektywne inhibitory MMPs prawdziwą wartość wykażą dopiero po skutecznych próbach ich klinicznego zastosowania. Pozostaje życzyć pacjentom, lekarzom i badaczom, aby nastąpiło to jak najszybciej (tab. I).

Piśmiennictwo
1. Nagase H, Woessner JF, Jr. Matrix metalloproteinases. J Biol Chem 1999; 274: 21491-4.
2. Konttinen YT, Ainola M, Valleala J, et al. Analysis of 16 different matrix metalloproteinases (MMP-1 to MMP-20) in the synovial membrane: different profiles in trauma and rheumatoid arthritis. Ann Rheum Dis 1999; 58: 691-7.
3. Maeda S, Sawai T, Uzuki M, et al. Determination of interstitial collagenase (MMP-1) in patients with rheumatoid arthritis. Ann Rheum Dis 1995; 54: 970-5.
4. Goldbach-Mansky R, Lee JM, Hoxworth JM, et al. Active synovial matrix metalloproteinase-2 is associated with radiographic erosions in patients with early synovitis. Arthritis Res 2000; 2: 145-53.
5. Katrib A, Smith MD, Ahern MJ, et al. Reduced chemokine and matrix metalloproteinase expression in patients with rheumatoid arthritis achieving remission. J Rheumatol 2003; 30: 10-21.
6. Yoshihara Y, Nakamura H, Obata K, et al. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitor of metalloproteinases in synovial fluids from patients with rheumatoid arthritis or osteoarthritis. Ann Rheum Dis 2000; 59: 455-61.
7. Tchetverikov I, Lard LR, DeGroot J, et al. Matrix metalloproteinases-3, -8, -9 as markers of disease activity and joint damage progression in early rheumatoid arthritis. Ann Rheum Dis 2003; 62: 1094-9.
8. Kullich WC, Klein G. Correlation among macrophage inflammatory protein 1alpha levels, matrix metalloproteinase 8 levels, and systemic inflammation in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 2001; 44: 2940-1.
9. Cunnane G, Fitzgerald O, Beeton C, et al. Early joint erosions and serum levels of matrix metalloproteinase 1, matrix metalloproteinase 3, and tissue inhibitor of metalloproteinases 1 in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 2001; 44: 2263-74.
10. Ribbens C, Martin y Porras M, Franchimont N, et al. Increased matrix metalloproteinase-3 serum levels in rheumatic diseases: relationship with synovitis and steroid treatment. Ann Rheum Dis 2002; 61: 161-6.
11. Sharif M, Salisbury C, Taylor DJ, et al. Changes in biochemical markers of joint tissue metabolism in a randomized controlled trial of glucocorticoid in early rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum 1998; 41: 1203-9.
12. Kikuchi K, Kubo M, Sato S, et al. Serum tissue inhibitor of metalloproteinases in patients with systemic sclerosis. J Am Acad Dermatol 1995; 33: 973-8.
13. Young-Min SA, Beeton C, Laughton R, et al. Serum TIMP-1,
TIMP-2, and MMP-1 in patients with systemic sclerosis, primary Raynaud’s phenomenon, and in normal controls. Ann Rheum Dis 2001; 60: 846-51.
14. Yazawa N, Kikuchi K, Ihn H, et al. Serum levels of tissue inhibitor of metalloproteinases 2 in patients with systemic sclerosis.
J Am Acad Dermatol 2000; 42: 70-5.
15. Mattila L, Airola K, Ahonen M, et al. Activation of tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP-3) mRNA expression in scleroderma skin fibroblasts. J Invest Dermatol 1998; 110: 416-21.
16. Sato S, Hayakawa I, Hasegawa M, et al. Function blocking autoantibodies against matrix metalloproteinase-1 in patients with systemic sclerosis. J Invest Dermatol 2003; 120: 542-7.
17. Nishijima C, Hayakawa I, Matsushita T, et al. Autoantibody against matrix metalloproteinase-3 in patients with systemic sclerosis. Clin Exp Immunol 2004; 138: 357-63.
18. Kikuchi K, Kubo M, Hoashi T, et al. Decreased MMP-9 activity in the serum of patients with diffuse cutaneous systemic sclerosis. Clin Exp Dermatol 2002; 27: 301-5.
19. Clements P, Lachenbruch P, Siebold J, et al. Inter and intraobserver variability of total skin thickness score (modified Rodnan TSS) in systemic sclerosis. J Rheumatol 1995; 22: 1281-5.
20. Kim WU, Min SY, Cho ML, et al. Elevated matrix metalloproteinase-9 in patients with systemic sclerosis. Arthritis Res Ther 2005; 7: R71-R79.
21. Jinnin M, Ihn H, Asano Y, et al. Serum matrix metalloproteinase-3 in systemic sclerosis. Arch Dermatol Res 2004; 296: 25-9.
22. D’Alessio S, Fibbi G, Cinelli M, et al. Matrix metalloproteinase
12-dependent cleavage of urokinase receptor in systemic sclerosis microvascular endothelial cells results in impaired angiogenesis. Arthritis Rheum 2004; 50: 3275-85.
23. Kuroda K, Shinkai H. Gene expression of types I and III collagen, decorin, matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in skin fibroblasts from patients with systemic sclerosis. Arch Dermatol Res 1997; 289: 567-72.
24. Sorbi D, French DL, Nuovo GJ, et al. Elevated levels of 92-kd type IV collagenase (matrix metalloproteinase 9) in giant cell arteritis. Arthritis Rheum 1996; 39: 1747-53.
25. Gavin PJ, Crawford SE, Shulman ST, et al. Systemic arterial expression of matrix metalloproteinases 2 and 9 in acute Kawasaki Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2003; 23: 576-81.
26. Senzaki H, Masutani S, Kobayashi J, et al. Circulating matrix metalloproteinases and their inhibitors in patients with Kawasaki Disease. Circulation 2001; 104: 860-3.
27. Bjerkeli V, Halvorsen B, Damas JK, et al. Expression of matrix metalloproteinases in patients with Wegener’s granulomatosis. Ann Rheum Dis 2004; 63: 1659-63.
28. Matsuyama A, Sakai N, Ishigami M, et al. Matrix metalloproteinases as novel disease markers in Takayashu arteritis. Circulation 2003; 108: 1469-73.
29. Trysberg E, Blennow K, Zachrisson O, et al. Intrathecal levels of matrix metalloproteinases in systemic lupus erythematosus with central nervous system engagement. Arthritis Res Ther 2004; 6: R551-R556.
30. Matache C, Stefanescu M, Dragomir C, et al. Matrix metalloproteinase-9 and its natural inhibitor TIMP-1 expressed or secreted by peripheral blood mononuclear cells from patients with systemic lupus erythematosus. J Autoimmun 2003; 20: 323-31.
31. Faber-Elmann A, Sthoeger Z, Tcherniack A, et al. Activity of matrix metalloproteinase -9 is elevated in sera of patients with systemic lupus erythematosus. Clin Exp Immunol 2002; 127: 393-8.
32. Makowski GS, Ramsby ML. Concentrations of circulating matrix metalloproteinase 9 inversely correlate with autoimmune antibodies to double stranded DNA: implications for monitoring disease activity in systemic lupus erythematosus. Mol Pathol 2003; 56: 244-7.
33. Kieseier BC, Schneider C, Clements JM, et al. Expression of specific matrix metalloproteinases in inflammatory myopathies. Brain 2001; 124: 341-51.
34. Perez P, Goicovich E, Alliende C, et al. Differential expression of matrix metalloproteinases in labial salivary glands of patients with primary Sjögren’s syndrome. Arthritis Rheum 2000; 43: 2807-17.
35. Hulkkonen J, Pertovaara M, Antonen J, et al. Matrix metalloproteinase 9 (MMP-9) gene polymorphism and MMP-9 plasma levels in primary Sjögren’s syndrome. Rheumatology (Oxford) 2004; 43: 1476-9.
36. Asatsuma M, Ito S, Watanabe M, et al. Increase in the ratio of matrix metalloproteinase-9 to tissue inhibitor of metalloproteinase-1 in saliva from patients with primary Sjögren’s syndrome. Clin Chim Acta 2004; 345: 99-104.
37. Solomon A, Dursun D, Liu Z, et al. Pro- and anti-inflammatory forms of interleukin-1 in the tear fluid and conjunctiva of patients with dry-eye disease. Invest Ophthalmol Vis Sci 2001; 42: 2283-92.
38. Pertovaara M, Hulkkonen J, Hurme M, et al. Urinary matrix metalloproteinase-9 and interleukin-6 and renal manifestations of primary Sjögren syndrome. Rheumatology 2004; 43: 807-8.
39. Conway JG, Wakefield JA, Brown RH, et al. Inhibition of cartilage and bone destruction in adjuvant arthritis in the rat by a matrix metalloproteinase inhibitor. J Exp Med 1995; 182: 449-57.
40. Brewster M, Lewis EJ, Wilson KL, et al. Ro 32-3555, an orally active collagenase selective inhibitor, prevents structural damage in the STR/ORT mouse model of osteoarthritis. Arthritis Rheum 1998; 41: 1639-44.
41. Brown PD. Ongoing trials with matrix metalloproteinase inhibitors. Expert Opin Investig Drugs 2000; 9: 2167-77.
42. Klimiuk PA, Sierakowski S, Domyslawska I, et al. Effect of repeated infliximab therapy on serum matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in patients with rheumatoid arthritis. J Rheumatol 2004; 31: 238-42.