Special work
The genetic diagnostics of primary cutaneous T-cell lymphomas. Part II: The role of chromosomal aberrations in diagnostics and pathogenesis of primary cutaneous T-cell lymphomas

Chłoniaki T-komórkowe, wywodzące się pierwotnie ze skóry (ang. cutaneous T-cell lymphoma – CTCL), są grupą nowotworów należących do pozawęzłowych chłoniaków non-Hodgkin lymphoma (NHL). Zgodnie z klasyfikacją WHO/EORTC z 2005 r. CTCL zalicza się do nowotworów wywodzących się z dojrzałych komórek T o charakterze pamięci, najczęściej CD4+, subpopulacji limfocytów T-pomocniczych. Rzadziej powstają z komórek T-cytotoksycznych CD8 (+) lub jednoczasowo z komórek T i NK. Najczęściej występującymi grupami CTCL są ziarniniak grzybiasty (ang. mycosis fungoides – MF) i jego odmiany, zespół Sezary’ego (ang. Sezary syndrome – SS) oraz rozrosty limfoproliferacyjne z komórek CD30+, które łącznie stanowią ok. 90% wszystkich CTCL [1, 2]. Etiologia CTCL pozostaje nieznana. Uważa się, że w patogenezie tych nowotworów ważne są podatność osobnicza i działanie czynników środowiskowych, do których zalicza się przewlekłą stymulację antygenową związaną z ekspozycją na różne związki chemiczne (herbicydy, rozpuszczalniki organiczne), infekcje bakteryjne i wirusowe (EBV, HTLV, borelioza), palenie papierosów oraz przewlekłą ekspozycję na światło. Efektem ich działania są mutacje genowe i/lub chromosomowe prowadzące do transformacji komórki limfoidalnej w komórkę nowotworową i wytworzenia w niej stanu niestabilności genetycznej. Niestabilność ta prowadzi do powstawania kolejnych mutacji, generujących zmienność komórek nowotworu, prowadzących do klonalnej ewolucji guza i jego złośliwienia. W przypadku niektórych pacjentów niestabilność genetyczna może być wywołana także czynnikami endogennymi, takimi jak wrodzone defekty immunologiczne (zespół Wiskott-Aldricha, ataksja, teleangiektazja, agammaglobulinemia, choroby autoimmunologiczne). Pomimo znacznego postępu prac nad wyjaśnieniem patogenezy CTCL nadal mało wiadomo o podłożu molekularnym tych nowotworów, jak i o zmianach genetycznych w nich zachodzących [1–6].
Badania cytogenetyczne w CTCL
Obecność aberracji chromosomowych jest jedną z cech komórek nowotworowych, która pozwala na ich odróżnienie od komórek prawidłowych. Za twórcę cytogenetyki nowotworów uważa się niemieckiego embriologa Teodora Boveriego, który w 1914 r. sformułował chromosomową teorię powstawania nowotworów. Zgodnie z nią transformacja komórki prawidłowej w nowotworową zachodzi w wyniku nieprawidłowości podziału jądra komórkowego, prowadzących do zmniejszenia lub zwiększenia liczby kopii chromosomów w komórkach potomnych. Pierwszym dowodem słuszności było wykrycie w 1960 r. przez Howella i Hungerforda w przewlekłej białaczce szpikowej swoistej, powtarzalnej aberracji tzw. chromosomu filadelfijskiego, powstałego w wyniku translokacji t(9;22), w wyniku której dochodzi do aktywacji onkogenu ABL, co jest uważane za pierwotną przyczynę powstawania tego nowotworu [3, 4]. Intensywny rozwój metod hodowli komórek nowotworowych oraz opracowanie nowych metod analizy zmian chromosomowych, takich jak porównawcza hybrydyzacja genomowa (ang. comparative genomic hybridisation – CGH), metoda hybrydyzacji in situ z zastosowaniem wielu barwników fluorescencyjnych (metoda m-FISH), spektralnego kariotypowania (ang. spectral karyotyping – SKY) czy metody badające profil ekspresji wielu genów (technika mikromacierzy, microarrays) oraz real time PCR, doprowadziły do znacznego postępu w dziedzinie cytogenetyki nowotworów. Do tej pory zbadano aberracje chromosomowe w ponad 30 tys. nowotworów [3–5, 7]. Podstawowym osiągnięciem cytogenetyki nowotworów jest wykrycie w wielu różnych typach nowotworów powtarzalnych aberracji strukturalnych lub liczbowych, które wydają się mieć zasadnicze znaczenie w patogenezie nowotworu. Są one pomocne zarówno w ich diagnostyce, prognozowaniu, jak i śledzeniu progresji klinicznej [3, 4, 7]. Do takich zmian można zaliczyć translokację t(X;18) w maziówczaku złośliwym (łac. sarcoma synoviale), t(12;22)(q13;q12) w mięsaku jasnokomórkowym, t(12;16) (q13;p11) w tłuszczakomięsaku (łac. liposarcoma myxoides) czy trisomię chromosomu 12, obserwowaną w łagodnych nowotworach jajnika (łac. thecoma) i przewlekłej białaczce limfocytarnej B-komórkowej [3–5, 7–12]. Aberracje chromosomowe w nowotworach dzieli się na pierwotne i wtórne. Aberracje pierwotne są często jedyną zmianą obserwowaną w komórkach nowotworu i mają podstawowe znaczenie w jego patogenezie. Aberracje wtórne to wynik niestabilności genetycznej komórek nowotworu. Generują zmienność i prowadzą do klonalnej ewolucji nowotworu. Na podstawie analizy zaburzeń genetycznych w różnych nowotworach, Sandberg [4] zaproponował 3 drogi prowadzące do powstania nowotworu: 1) pierwotną przyczyną powstania nowotworu jest mutacja genowa, a mutacje chromosomowe wykrywa się w późniejszych etapach rozwoju nowotworu; 2) do powstania nowotworu potrzeba 2 kolejnych mutacji – genowej i chromosomowej; 3) pierwotną przyczyną powstania nowotworu jest mutacja chromosomowa. W opublikowanych do tej pory pracach wykazano, iż aberracje chromosomowe mogą prowadzić do wielu różnorodnych zaburzeń w funkcjonowaniu komórek. Skutkiem ich mogą być: – aktywacja protoonkogenów i przekształcenie ich w onkogeny, co powoduje niekontrolowaną proliferację komórek nowotworowych; – inaktywacja lub utrata genów supresorowych, co prowadzi do zwiększenia tempa proliferacji komórek nowotworowych; – inaktywacja genów związanych z procesami apoptozy, co przedłuża czas życia komórek nowotworowych; – mutacja genów związanych z procesami naprawy DNA, co skutkuje niestabilnością genetyczną komórek i powstawaniem wtórnych mutacji zwiększających zdolności adaptacyjne komórek nowotworowych; – mutacja genów kodujących czynniki transkrypcyjne, czego efektem jest wzrost ekspresji genów podlegających ich regulacji [3–5, 7]. W przypadku chłoniaków opisano dotychczas wyniki analizy cytogenetycznej ponad 2 tys. nowotworów. Wykryto kilkadziesiąt swoistych, powtarzalnych aberracji chromosomowych, charakterystycznych dla różnych typów chłoniaków. Do najbardziej znanych należą translokacje t(8;14), t(2;8) i t(8;22) w chłoniaku Burkitta, których efektem jest aktywacja onkogenu c-MYC, t(14;18) w chłoniaku centroblastyczno-centrocytarnym prowadząca do podwyższonej ekspresji genu BCL-2, którego produkt hamuje apoptozę, czy t(11;14) w chłoniaku z komórek płaszcza (ang. mantle cell lymphoma), powodująca zaburzenia regulacji cyklu komórkowego przez nadmierną ekspresję genu BCL-1 kodującego cyklinę D1 [4, 7, 8, 13]. Badania cytogenetyczne chłoniaków pierwotnie wywodzących się ze skóry są stosunkowo nieliczne i dotyczą przede wszystkim przypadków ziarniniaka grzybiastego, zespołu Sezary’ego i rozrostów limfoproliferacyjnych z komórek T CD30+.
Aberracje chromosomowe w ziarniniaku grzybiastym (MF) i zespole Sezary’ego (SS)
Badania cytogenetyczne MF/SS wiążą się z wieloma trudnościami, spowodowanymi słabą proliferacją komórek tego nowotworu in vitro, dlatego też jest on ciągle stosunkowo słabo poznany. W opublikowanych do tej pory ponad 100 przypadkach MF/SS z aberracjami chromosomowymi obserwowano najczęściej złożone kariotypy, z obecnością różnych aberracji chromosomowych liczbowych i strukturalnych. Dotychczas nie udało się zidentyfikować swoistej dla nich, powtarzalnej aberracji chromosomowej [6, 13–24]. Przeprowadzone do tej pory badania cytogenetyczne w CTCL doprowadziły do odkrycia, iż identyczne aberracje chromosomowe występują w limfocytach krwi obwodowej, komórkach skóry i węzłach chłonnych, co potwierdza monoklonalne pochodzenie tych nowotworów. Stwierdzono, iż stopień złożoności aberracji chromosomowych koreluje ze stopniem klinicznym nowotworu. U chorych z MF we wczesnym stadium klinicznym występują najczęściej pojedyncze zmiany liczbowe chromosomów (trisomie, monosomie), natomiast kariotyp pacjentów z SS jest bardziej złożony i związany z obecnością licznych aberracji strukturalnych i liczbowych. Wykazano także, iż aberracje chromosomowe wykrywa się również w przyłuszczycy (łac. parapsoriasis) – chorobie, która może poprzedzać MF [16–18, 25]. Najczęściej spotykane aberracje chromosomowe w opublikowanych przypadkach ziarniniaka grzybiastego oraz w zespole Sezary’ego przedstawiono na ryc. 1.–3. [7, 14–23, 25]. Komórki opisanych przypadków MF/SS miały najczęściej okołodiploidalną liczbę chromosomów, jednak w części przypadków obserwowano komórki poliploidalne. Poliploidyzacja wiąże się czasami z transformacją MF w bardziej złośliwą postać chłoniaka wielkokomórkowego, rozwojem guzów i zajęciem węzłów chłonnych [20, 21, 25]. W obu zespołach najczęściej obserwowano aberracje strukturalne chromosomów 1, 6 i 17 oraz występowanie chromosomów markerowych niezidentyfikowanego pochodzenia (ryc. 1.). W SS częściej niż w MF występują aberracje strukturalne chromosomów 2, 6, 11 i 14, podczas gdy aberracje chromosomów 3 i 9 częściej występują w MF. Powtarzalnymi aberracjami były delecja 6q (z miejscami pęknięć w 6q21, 6q23), 9p (z miejscami pęknięć w 9p21, 9p23), 13q i izochromosom i(17q). W przypadku aberracji liczbowych w obu nowotworach najczęściej dochodzi do utraty chromosomu 9, 10, 13, 15, 17, 22 oraz chromosomów płciowych (ryc. 2.–3.). Dodatkowo w przypadku MF często obserwowano utraty chromosomów 6 i 11. Chromosomami, których liczba kopii ulegała zwielokrotnieniu, były 7 i 8 w SS, a w przypadku MF dodatkowo także 5, 14, 17 i 18. Trisomia chromosomów 7 i 8 oraz utrata chromosomów płciowych była niekiedy jedyną obserwowaną zmianą w kariotypie badanych guzów. W wyniku aberracji chromosomowych dochodziło najczęściej do utraty materiału genetycznego chromosomów 10/10q, 2/2p, 9/9p, 6/6q, 13/13q, 17/17p i wzrostu liczby kopii chromosomów 8/8q, 7, 17q. W wielu pracach udowodniono, iż aberracje chromosomowe – obserwowane w MF/SS – prowadzą do utraty genów supresorowych, aktywacji onkogenów, mutacji czynników transkrypcyjnych, zaburzenia regulacji cyklu komórkowego, procesów naprawy DNA oraz procesu apoptozy [23, 24, 26–38]. W komórkach MF/SS obserwowano mutacje następujących genów supresorowych TP53 (17p13), CDKN2A (9p13), PTEN (10q23.3), RB (13q14) [25–33]. Mutacje genu TP53 i PTEN wykrywa się w zaawansowanych stadiach MF, natomiast spadek ekspresji genu CDKN2A spowodowany mutacją lub zwiększoną metylacją promotora genu obserwuje się zarówno we wczesnych, jak i zaawansowanych stadiach CTCL. Dlatego też uważa się, że mutacje CDKN2A są wczesnymi zdarzeniami w patogenezie CTCL, natomiast mutacje genów TP53 i PTEN należy wiązać z fazą późną prowadzącą do progresji nowotworu [24, 26–32]. Badania MF/SS przeprowadzone przez Karenko i wsp. [20] wykazały dużą częstość aberracji zarówno strukturalnych, jak i liczbowych z udziałem chromosomu 12. W cytowanej pracy wykazano, iż te zmiany prowadzą do zaburzenia funkcji nowo odkrytego genu supresorowego NAV3. Gen NAV3 (POMFIL1) jest jednym z trzech homologów genu unc-53, który u nicienia Cenorabditis elegant odpowiada za rozwój neuronów. Funkcja genu NAV3 u człowieka nie jest do końca poznana. Istnieją dane wskazujące, iż odpowiada on za procesy replikacji DNA i jest jednym z genów supresorowych odpowiedzialnych za powstawanie nowotworów. Przy zastosowaniu sond molekularnych identyfikujących gen NAV3 wykazano utratę genu NAV3 w komórkach pochodzących ze skóry i węzła chłonnego pacjenta z delecją chromosomu 12. Wykazano także, że aberracje tego genu występowały w zmianach skórnych u 50% chorych z wczesnym stadium ziarniniaka grzybiastego i u 85% chorych z zaawansowaną postacią tego chłoniaka oraz w tym samym procencie przypadków u chorych z zespołem Sezary’ego, podczas gdy nie występowały one u pacjentów z atopowym zapaleniem skóry (ryc. 4.). Utrata jednego allela tego genu jest już wystarczająca, aby zaburzyć jego funkcję i może prowadzić do rozwoju nowotworu [19]. Ostatnie badania Ranki i wsp. [38] wykazały, iż wyłączenie genu NAV3 za pomocą metody silencing RNA (siRNA), w której wprowadzony do komórek RNA komplementarny do genu hamuje ekspresję genu, spowodowało obniżenie ekspresji interleukiny 2 (IL-2), która odgrywa krytyczną rolę w polaryzacji limfocytów T w kierunku Th2. W badaniach Hahtola i wsp. [37], stosując technikę mikromacierzy (ang. microarrays) oraz real time PCR, zbadano profil ekspresji 22 tys. genów w limfocytach krwi obwodowej pochodzących od 17 pacjentów z ziarniniakiem grzybiastym i zespołem Sezary’ego. W porównaniu z kontrolną grupą osób zdrowych, u chorych z MF i SS wykazano znaczące obniżenie ekspresji genów specyficznych dla limfocytów Th1 (TBX21, NKG7, RANTES) oraz wzrost aktywności genów odgrywających rolę w polaryzacji limfocytów T w kierunku Th2 (S100P, LIR9). Wykazano także, iż ekspresja niektórych genów ulega zmniejszeniu przy zastosowaniu terapii efektywnej (geny S100, CCR10, BCL2, VAV3, GZMB). W wielu pracach korelowano występowanie aberracji chromosomowych ze stadium klinicznym nowotworu. Wykazano, iż znacznie krótszy czas przeżycia mają chorzy z SS, u których wykryto aberracje strukturalne chromosomów, złożony kariotyp i obecność monosomii chromosomu 10, niż chorzy bez aberracji chromosomowych, z obecnością pojedynczych mutacji chromosomowych i brakiem monosomii chromosomu 10 [18, 22]. Badania cytogenetyczne, wykonane u tego samego pacjenta w różnych okresach choroby, wykazały, iż progresja nowotworu wiąże się z pojawianiem się złożonych aberracji chromosomowych z udziałem chromosomów 17 i 8 [17]. W badaniach Fischer i wsp. [24] wykazano skrócenie czasu przeżycia u pacjentów ze wzrostem liczby kopii chromosomów 7q i 8q oraz z utratą materiału genetycznego 6q, 10q, 13q i 17p. Jedną z cech zaawansowanych stadiów CTCL jest niestabilność genetyczna komórek charakteryzująca się występowaniem wielu klonów komórkowych, wzrostem częstości wymian chromatyd siostrzanych (SCE) w limfocytach krwi obwodowej oraz niestabilnością mikrosatelitarnego DNA, co sugeruje, iż progresja nowotworu wiąże się z nabywaniem fenotypu mutatorowego, powstającego w wyniku zaburzenia mechanizmów naprawy DNA i prowadzącego do wzrostu liczby mutacji w komórkach nowotworu [10, 33]. Skóra ziarniniakowa wiotka (ang. granulomatous slack skin) jest rzadkim schorzeniem skóry, będącym podtypem MF, który charakteryzuje się utratą włókien elastycznych skóry i naciekami olbrzymich komórek zawierających liczne jądra komórkowe. W 2 analizowanych cytogenetycznie przypadkach tego schorzenia obserwowano trisomię chromosomu 8 jako jedyną aberrację chromosomową w kariotypie [39, 40].
Aberracje chromosomowe w rozrostach limfoproliferacyjnych z komórek T CD30+
Spektrum tych nowotworów obejmuje anaplastycznego chłoniaka wielkokomórkowego (ang. cutaneus anaplastic large cell lymphoma – C-ALCL), lymphomatoid papulosis (LyP) i odmiany z pogranicza – tzw. borderline, w których kryteria nie pozwalają jednoznacznie zakwalifikować do odpowiedniej grupy. Chłoniaki wielkokomórkowe z komórek T CD30+, które pierwotnie powstają w innych organach niż skóra (węzły chłonne, przewód pokarmowy, płuca), charakteryzuje obecność swoistej translokacji t(2;5)(p23;q35) i wykrywa się ją w 40–60% tych nowotworów. Translokacja prowadzi do powstania genu fuzyjnego powstałego z połączenia genu ALK (locus 2p23 to gen kodujący białko błony komórkowej, receptor kinazy tyrozynowej), który nie wykazuje ekspresji w normalnych komórkach limfoidalnych, z genem NPM (locus 5q35 – koduje białko jąderka: nukleofozminę, związaną z powstawaniem rybosomów). Fuzyjny gen ALK/NPM koduje białko p80 o stałej ekspresji w komórkach nowotworowych, w odróżnieniu od prawidłowych białek, i jest obecny zarówno w cytoplazmie, jak i jądrze komórkowym o konstytutywnej aktywności kinazy tyrozynowej [3–5, 7, 13]. W odróżnieniu od chłoniaków o pochodzeniu pozaskórnym, translokację t(2;5) bardzo rzadko spotyka się w pierwotnie skórnych rozrostach z komórek T CD30+. Może być to pomocne w ich różnicowaniu z pozaskórnymi ALCL, w przypadku których czasami wtórnie dochodzi do zajęcia skóry. Brak ekspresji prawidłowego białka ALK i obecność translokacji w wycinku skórnym może wskazywać na pozaskórne pochodzenie nowotworu [2, 41–45]. Badania Mao i wsp. [45] wykazały, iż w komórkach C-ALCL występują aberracje prowadzące do wzrostu liczby kopii chromosomu 1/1p, 5, 6, 7, 8/8p i 19. Obserwowano wzrost liczby kopii onkogenów FGFR1 (8p11), NRAS (1p13.2), MYCN (2p24.1), RAF1 (3p25), CTSB (8p22), FES (15q26.1) i CBFA2 (21q22.3). Za pomocą metody real-time PCR potwierdzono w komórkach tych chłoniaków wzrost ekspresji onkogenu CTSB i MYCN oraz dodatkowo onkogenu REL (2p13p12), JUNB (19p13.2) i YES1 (18p11.3). Badania te wskazują na złożoność zmian genetycznych w C-ALCL, zaangażowanie wielu różnych onkogenów w patogenezie tego nowotworu, jednak poznanie ich znaczenia wymaga dalszych badań. Badania cytogenetyczne Lymphomatoid papulosis należą do rzadkości. W przypadku opisanym przez Peters i wsp. [46] obserwowano kariotyp z trisomią chromosomu 7, del(10)(q24), add(12)(p13) i obecnością chromosomu markerowego. W przypadkach Ly, które ulegały przemianie w MF, stwierdzano za pomocą metod molekularnych występowanie w obu stadiach choroby tych samych klonów komórkowych, co sugeruje, iż obie klinicznie odmienne choroby wiążą się z proliferacją tego samego klonu limfocytów T [47].
Podsumowanie
Obecność aberracji chromosomowych jest jedną z cech komórek CTCL, jednak w odróżnieniu od innych chłoniaków nie wykryto dla tej grupy nowotworów powtarzalnej, swoistej aberracji. Wykazano, że progresja CTCL wiąże się z powstaniem niestabilności genetycznej komórek, prowadzącej do wzrostu liczby aberracji chromosomowych w kariotypie i zwiększeniem stopnia złośliwości klinicznej nowotworu. Do pierwotnych aberracji zalicza się mutacje prowadzące do utraty krótkich ramion chromosomu 9, a aberracje wtórne to mutacje chromosomów 10, 13, 17 i innych. Aberracje chromosomowe odgrywają znaczącą rolę w patogenezie CTCL, prowadząc do utraty genów supresorowych, aktywacji onkogenów, zaburzenia procesów proliferacji, procesu apoptozy i mechanizmów naprawy DNA.
Piśmiennictwo
1. Willemze R, Jaffe ES, Burg G, et al. WHO–EORTC classification for cutaneous lymphomas. Blood 2005; 105: 3768-85. 2. Burg G, Kempf W, Cozzio A, et al. WHO/EORTC classification of cutaneous lymphomas 2005: histological and molecular aspects. J Cutan Pathol 2005; 32: 647-74. 3. Heim S, Mitelman F. Cancer Cytogenetics. 2nd ed. Wiley-Liss 1995. 4. Sandberg AA. The chromosomes in human cancer and leukemia. 2nd ed. Elsevier, New York, 1990. 5. Atlas of Genetics and Cytogenetics in Oncology and Haematology. URL http://AtlasGeneticsOncology.org. 6. Grzanka A, Placek W. Współczesna diagnostyka skórnych chłoniaków T-komórkowych. Post Dermatol Alergol 2004; 5: 220-5. 7. Mitelman Database of Chromosome Aberrations in Cancer, 2006. Mitelman F, Johansson B and Mertens F (eds). http://cgap.nci.nih.gov/Chromosomes/Mitelman. 8. Ross FM. The impact of cytogenetics on lymphoma diagnosis. Curr Diagn Pathol 2004; 10: 345-50. 9. Mrozek K, Nedoszytko B, Babinska M, et al. Trisomy of chromosome 12 in a case of thecoma of the ovary. Gynaecol Oncol 1990; 36: 413-6. 10. Limon J, Debiec-Rychter M, Nedoszytko B, et al. Aberrations of chromosome 22 and polysomy of chromosome 8 as non-random changes in clear cell sarcoma. Cancer Genet Cytogenet 1994; 72: 141-5. 11. Nedoszytko B, Mrozek K, Roszkiewicz A, et al. Clear cell sarcoma of tendons and aponeuroses with t(12;22)(q13;q12) diagnosed initially as malignant melanoma. Cancer Genet Cytogenet 1996; 91: 37-9. 12. Fujimura Y, Ohno T, Siddique H, et al. The EWS-ATF-1 gene involved in malignant melanoma of soft parts with t(12;22) chromosome translocation, encodes a constitutive transcriptional activator. Oncogene 1996; 12: 159-67. 13. Donner LR. Cytogenetics of lymphomas: a brief review of its theoretical and practical significance. Cancer Genet Cytogenet 1997; 94: 20-6. 14. Limon J, Nedoszytko B, Brozek I, et al. Chromosome aberrations, spontaneous SCE, and growth kinetics in PHA-stimulated lymphocytes of five cases with Sezary syndrome Cancer Genet Cytogenet 1995; 83: 75-81. 15. Whang-Peng J, Bunn P, Knutsen T, et al. Cytogenetic abnormalities in patients with cutaneous T-cell lymphomas. Cancer Treat Rep 1979; 63: 575-80. 16. Karenko L, Hyytinen E, Sarna S, Ranki A. Chromosomal abnormalities in cutaneous T-cell lymphoma and in its premalignant conditions as detected by G-banding and interphase cytogenetic methods. J Invest Dermatol 1997; 108: 22-9. 17. Karenko L, Sarna S, Kahkonen M, Ranki A. Chromosomal abnormalities in relation to clinical disease in patients with cutaneous T-cell lymphoma: a 5-year follow-up study. Br J Dermatol 2003; 148: 55-64. 18. Thangavelu M, Finn WG, Yelavarthi KK, et al. Recurring structural chromosome abnormalities in peripheral blood lymphocytes of patients with mycosis fungoides/Sezary syndrome. Blood 1997; 89: 3371-7. 19. Karenko L, Hahtola S, Paivinen S, et al. Primary cutaneous T cell lymphomas show a deletion or translocation affecting NAV3, the human UNC-53 homologue. Cancer Res 2005; 65: 8101-10. 20. So CC, Wong KF, Siu LL, Kwong YL. Large cell transformation of Sezary syndrome. A conventional and molecular cytogenetic study. Am J Clin Pathol 2000; 113: 792-7. 21. Prochazkova M, Chevret E, Beylot-Barry M, et al. Large cell transformation of mycosis fungoides: tetraploidization within skin tumor large cells. Cancer Genet Cytogenet 2005; 163: 1-6. 22. Espinet B, Salido M, Pujol RM, et al. Genetic characterization of Sezary’s syndrome by conventional cytogenetics and cross-species color banding fluorescent in situhybridization. Haematologica 2004; 89: 165-73. 23. Schlegelberger B, Weber-Matthiesen K, Sterry W, et al. Combined immunophenotyping and karyotyping in peripheral T cell lymphomas demonstrating different clonal and nonclonal chromosome aberrations in T helper cells. Leuk Lymphoma 1994; 15: 113-25. 24. Fischer TC, Gellrich S, Muche JM, et al. Genomic aberrations and survival in cutaneous T cell lymphomas. J Invest Dermatol 2004; 122: 579-86. 25. Schlegelberger B, Zhang Y, Weber-Matthiesen K, Grote W. Detection of aberrant clones in nearly all cases of angioimmunoblastic lymphadenopathy with dysproteinemia – type T-cell lymphoma by combined interphase and metaphase cytogenetics. Blood 1994; 84: 2640-8. 26. Li G, Chooback L, Wolfe JT, et al. Overexpression of p53 protein in cutaneous T cell lymphoma: relationship to large cell transformation and disease progression. J Invest Dermatol 1998; 110: 767-70. 27. Marrogi AJ, Khan MA, Vonderheid EC, et al. p53 tumor suppressor gene mutations in transformed cutaneous T-cell lymphoma: a study of 12 cases. J Cutan Pathol 1999; 26: 369-78. 28. Navas IC, Ortiz-Romero PL, Villuendas R, et al. p16 (INK4a) gene alterations are frequent in lesions of mycosis fungoides. Am J Pathol 2000; 156: 1565-72. 29. Peris K, Stanta G, Fargnoli MC, et al. Reduced expression of CDKN2a/P16INK4a in mycosis fungoides. Arch Dermatol Res 1999; 291: 207-11. 30. Mao X, Lillington D, Scarisbrick JJ, et al. Molecular cytogenetic analysis of cutaneous T-cell lymphomas: identification of common genetic alterations in Sezary syndrome and mycosis fungoides. Br J Dermatol 2002; 147: 464-75. 31. Wain EM, Mitchell TJ, Russell-Jones R, Whittaker SJ. Fine mapping of chromosome 10q deletions in mycosis fungoides and Sezary syndrome: identification of two discrete regions of deletion at 10q23.33-24.1 and 10q24.33-25.1. Genes Chromosomes Cancer 2005; 42: 184-92. 32. Mao X, Orchard G, Vonderheid EC, et al. Heterogeneous abnormalities of CCND1 and RB1 in primary cutaneous T-cell lymphomas suggesting impaired cell cycle control in disease pathogenesis. J Invest Dermatol 2006; 126: 1388-95. 33. Duval A, Raphael M, Brennetot C, et al. The mutator pathway is a feature of immunodeficiency-related lymphomas. Proc Natl Acad Sci USA 2004; 101: 5002-7. 34. Mao X, Orchard G, Lillington DM, et al. BCL2 and JUNB abnormalities in primary cutaneous lymphomas. Br J Dermatol 2004; 151: 546-56. 35. Mao X, Orchard G, Lillington DM, et al. Amplification and overexpression of JUNB is associated with primary cutaneous T-cell lymphomas. Blood 2003; 101: 1513-9. 36. Poenitz N, Simon-Ackermann J, Gratchev A, et al. Overexpression of c-myb in leukaemic and non-leukaemic variants of cutaneous T-cell lymphoma. Dermatology 2005; 211: 84-92. 37. Hahtola S, Tuomela S, Elo L, et al. Th1 response and cytotoxicity genes are down-regulated in cutaneous T-cell lymphoma. Clin Cancer Res 2006; 12: 4812-21. 38. Ranki A, Päivinen S, Zhou Y, et al. CTCL associated NAV3 gene deletion functionally affect IL-2 expression. 35th Annual European Society for Dermatological Research (ESDR) Meeting, 22-24 September 2005, Tübingen, Germany. Abstracts. J Invest Dermatol 2000; 125 (3 Suppl): A1-89. 39. Grammatico P, Balus L, Scarpa S, et al. Granulomatous slack skin: cytogenetic and molecular analyses. Cancer Genet Cytogenet 1994; 72: 96-100. 40. Balus L, Manente L, Remotti D, et al. Granulomatous slack skin. Report of a case and review of the literature. Am J Dermatopathol 1996; 18: 199-2006. 41. DeCoteau JF, Butmarc JR, Kinney MC, Kadin ME. The t(2,5) chromosomal translocation is not a common feature of primary cutaneous CD30+ lymphoproliferative disorders: comparison with anaplastic large-cell lymphoma of nodal origin. Blood 1996; 87: 3437-41. 42. Morris SW, Kirstein MN, Valentine MB, et al. Fusion of a kinase gene, ALK, to a nucleolar protein gene, NPM, in non-Hodgkin’s lymphoma. Science 1994; 263: 1281-4. 43. Bischof D, Pulford K, Mason DY, Morris SW. Role of the nucleophosmin (NPM) portion of the non-Hodgkin’s lymphoma-associated NPM-anaplastic lymphoma kinase fusion protein in oncogenesis. Mol Cell Biol 1997; 17: 2312-25. 44. Beylot-Barry M, Lamant L, Vergier B, et al. Detection of t(2,5)(p23,q35) translocation by reverse transcriptase polymerase chain reaction and in situ hybridization in CD30-positive primary cutaneous lymphoma and lymphomatoid papulosis. Am J Pathol 1996; 149: 483-92. 45. Mao X, Orchard G, Lillington DM, et al. Genetic alterations in primary cutaneous CD30+ anaplastic large cell lymphoma. Genes Chromosomes Cancer 2003; 37: 176-85. 46. Peters K, Knoll JH, Kadin ME. Cytogenetic findings in regressing skin lesions of lymphomatoid papulosis. Cancer Genet Cytogenet 1995; 80: 13-6. 47. Gallardo F, Costa C, Bellosillo B, et al. Lymphomatoid papulosis associated with mycosis fungoides: clinicopathological and molecular studies of 12 cases. Acta Derm Venereol 2004; 84: 463-8.