Structure and function of mucins, their role in tumor progression

WSTĘP


Spośród wielu typów komórek budujących organizmy wyższych kręgowców, tylko komórki naskórka i nabłonków wyścielających światła przewodu pokarmowego, oddechowego i moczo-płciowego wchodzą w bezpośredni kontakt ze środowiskiem zewnętrznym. Tworzą one bariery zabezpieczające żywy organizm, między innymi przed utratą nadmiernych ilości wody, mechanicznymi i enzymatycznymi uszkodzeniami, czy inwazją ze strony różnych mikroorganizmów. Ze względu na szczególne zagrożenia, komórki naskórka i różnych nabłonków wymagają istnienia specjalnych mechanizmów ochronnych, co w przypadku tych ostatnich wyraża się produkcją wydzieliny, stanowiącej fizyczną barierę pomiędzy błoną komórkową a środowiskiem zewnętrznym. W skład tej wydzieliny, pokrywającej powierzchnie nabłonków i noszącej nazwę śluzu, wchodzą przede wszystkim glikoproteiny o wysokiej masie cząsteczkowej, które noszą nazwę mucyn. To właśnie one nadają śluzom ich lepką, żelowatą konsystencję i są odpowiedzialne za ich ochronne działanie [Strous i Dekker, 1992]. Śluz, wytwarzany przez specjalny rodzaj komórek nabłonkowych, zawiera około 90 proc. wody i 0,5-5 proc. glikoprotein typu mucyny. W jego skład wchodzą również sole mineralne, białka, lipidy i kwasy nukleinowe pochodzące z komórek i surowicy. Po raz pierwszy mucyny w stanie czystym wyizolowano ze śluzu pokrywającego powierzchnię nabłonka szyjki macicy [Carlstedt i wsp., 1983]. Później okazało się, że do grupy mucyn należą również niektóre integralne białka błonowe obecne na apikalnej powierzchni różnych komórek nabłonkowych, a także na leukocytach [Van Klinken i wsp., 1995]. Stąd też wziął się podział mucyn na dwie klasy: wydzielnicze (rozpuszczalne) i błonowe [Strous i Dekker, 1992]. Te ostatnie, jako nośniki różnych struktur cukrowych mogą pełnić funkcje ligandów dla cząsteczek adhezyjnych z rodziny selektyn, w związku z czym przypisuje im się ważną rolę w oddziaływaniach międzykomórkowych – adhezji [Ugorski i Kłopocki, 1996].

Cechami wyróżniającymi mucyny spośród innych glikoprotein są: (i) znaczna zawartość reszt seryny, treoniny i proliny oraz (ii) bardzo duża liczba przyłączonych łańcuchów O-glikozydowych. Mucyny wydzielnicze charakteryzują się bardzo wysoką masą cząsteczkową, która np. dla mucyn układu oddechowego może dochodzić do 10-30 000 kDa [Sheehan i wsp., 1991]. Zgodnie z przyjętą zasadą, do mucyn zalicza się glikoproteiny, w których O-glikany stanowią nie mniej niż 50 proc. całkowitej masy cząsteczki. Liczne łańcuchy O-glikozydowe przyłączone do reszt seryny i treoniny oraz duża liczba reszt proliny sprawiają, że cząsteczki mucyn reprezentują sztywne, wyciągnięte struktury.

Ze względu na wielkość cząsteczek, złożoność budowy, wysoką zawartość cukrów i heterogenność – badania nad strukturą i funkcjami mucyn napotykały na znaczne przeszkody metodyczne, czego przykładem były kłopoty z wyznaczeniem mas cząsteczkowych zarówno glikozylowanych mucyn, jak i ich części białkowej [Strous i Dekker, 1992]. Przełom w badaniach nad mucynami nastąpił wraz z postępem w dziedzinie klonowania genów. Izolacja i sekwencjonowanie komplementarnych DNA dla tych glikoprotein wykazały, że wytwarzane są one nie tylko przez komórki nabłonkowe, ale również przez śródbłonek naczyniowy i leukocyty. Stąd van Klinken i wsp. (1995) zaproponowali nowy podział mucyn na nabłonkowe i śródbłonkowe. Niniejsze opracowanie jest ograniczone wyłącznie do omówienia tych pierwszych.



BUDOWA MUCYN NABŁONKOWYCH


Część białkowa (apomucyna)


Do tej pory u ludzi zidentyfikowano 9 genów dla mucyn nabłonkowych, które oznaczono jako MUC1-MUC4, MUC5A/C, MUC5B oraz MUC6-MUC8. Pełną sekwencję cDNA poznano dla MUC1, MUC2, MUC4 i MUC7 [Bobek i wsp., 1993; Gendler i wsp., 1990; Gum i wsp., 1994; Moniaux i wsp., 1999], natomiast dla pozostałych jest ona poznana tylko częściowo. Analiza cDNA pozwoliła na potwierdzenie wcześniejszych danych dotyczących niezwykle wysokiej zawartości reszt pięciu aminokwasów: seryny, treoniny i proliny, jak również glicyny i alaniny, które razem stanowią aż 50 proc. wszystkich reszt aminokwasowych. Pierwszą pełną sekwencję cDNA podano dla ludzkiej mucyny o nazwie episjalina (PEM – polimorfic epithelial mucin, PUM, MAM-6, DF-3), która występuje na powierzchni wielu różnych komórek i która obecnie nosi nazwę MUC1 [Gendler i wsp., 1990]. Razem z MUC4 [Moniaux i wsp., 1999], są to jedyne mucyny nabłonkowe reprezentujące integralne białka błonowe. Należy zaznaczyć, że w przypadku niektórych mucyn ekspresję ich genów stwierdza się w większości nabłonków, czego przykładem są MUC1 i MUC4 [Audie i wsp., 1993; Carrato i wsp., 1994; Ho i wsp., 1993], w przypadku innych ta ekspresja jest ograniczona tylko do niektórych narządów. I tak mRNA dla MUC7 stwierdza się tylko w podżuchwowych gruczołach ślinowych i tchawicy [Biesbrock i wsp., 1997]. Stwierdzono również, że ta sama komórka zdolna jest do ekspresji kilku różnych mucyn, czego przykładem są komórki kubkowe błony śluzowej jelit produkujące MUC2 i MUC3 [Chang i wsp., 1994].

Część białkowa mucyn zbudowana jest z kilku różnych domen. Największą z nich, tzw. domenę TRP (ang. Tandem Repeat Peptide), która jest obecna w każdej z poznanych mucyn, tworzą, występujące jeden za drugim, powtarzające się odcinki o identycznym składzie aminokwasowym. Wielkość tych fragmentów i ich sekwencja aminokwasowa są charakterystyczne dla danego typu apomucyny, natomiast liczba powtarzających się odcinków jest zmienna, stąd też ich angielska nazwa VNTR (variable number of tandem repeats). W przypadku MUC1 waha się ona w granicach od 20 do 120 takich powtórzeń, z których każde utworzone jest z 20 aminokwasów [Gendler i wsp., 1990]. Centralnie położoną domenę TRP charakteryzuje bardzo wysoka zawartość reszt treoniny i seryny, z których wiele podstawionych jest łańcuchami O-glikozydowymi.

W cząsteczce błonowej mucyny MUC1 (episjalinie) po obu stronach domeny TRP występują sekwencje również bogate w reszty treoniny i seryny, które jednak nie są glikozylowane (ryc. 1A). Podobnie jak w przypadku innych integralnych białek błonowych, MUC1 zawiera domenę śródbłonową, za pomocą której cząsteczki zakotwiczone są w błonie komórkowej, oraz domenę cytoplazmatyczną. Domena zewnątrzkomórkowa może być zbudowana z 1000 do 2200 aminokwasów, co związane jest ze zmienną liczbą podjednostek w domenie TRP [Gendler i wsp., 1990]. Ze względu na sztywny, wydłużony kształt domeny zewnątrzkomórkowej, może ona wystawać ponad powierzchnię błony komórkowej na odległość 200-500 nm [Wessling i wsp., 1995, 1996]. Taka cząsteczka MUC1 utworzona jest z dwóch niekowalencyjnie związanych łańcuchów polipeptydowych, które powstają w wyniku proteolitycznego rozszczepienia pierwotnej cząsteczki [Ligtenberg i wsp., 1992]. W cząsteczce drugiej z mucyn błonowych – MUC4 również wyróżnić można część zewnątrzkomórkową z domeną TRP oraz część śródbłonową i ogon cytoplazmatyczny [Moniaux i wsp., 1999]. Pomiędzy domeną TRP a powierzchnią błony komórkowej wyróżnić można dodatkowo: dwie domeny typu EGF, dwie domeny bogate w cysteinę oraz odcinek, w którym przyłączone są łańcuchy N-glikozydowe.

Natomiast cząsteczki mucyn wydzielniczych zawierają, obok domeny TRP, jeszcze inne rodzaje domen. Mucyny MUC2 (ryc. 1B), MUC5AC, MUC5B i MUC6 wykazują pewne podobieństwa w budowie, czego wyrazem jest obecność w każdej z nich domen bogatych w cysteinę, analogicznych do domen D występujących w białku – czynniku von Willebranda. W przypadku MUC2 domeny typu D stwierdza się na obu końcach cząsteczki [Gum i wsp., 1994], natomiast w genach mucyn MUC5AC, MUC5B i MUC6 podobne domeny wykryto w sekwencjach leżących, w stosunku do domeny TRP, od strony końca 3' tych genów [Meerzaman i wsp., 1994; Toribara i wsp., 1997].

Mucyny wydzielnicze występują głównie w formie oligomerów. Badania prowadzone przy użyciu mikroskopu elektronowego wykazały, że tworzą one liniowe struktury, jak to ma miejsce w przypadku mucyn pochodzących z ludzkich oskrzeli [Slayter i wsp., 1984]. Homooligomery powstające w wyniku tworzenia mostków dwusiarczkowych pomiędzy domenami bogatymi w cysteinę sąsiadujących monomerów wykazują znaczną heterogenność pod względem wielkości. To właśnie obecność oligomerów warunkuje żelowatą konsystencję śluzów wyścielających światło układu oddechowego, czy pokarmowego.

Mucyna MUC7 różni się od pozostałych mucyn wydzielniczych wielkością (masa cząsteczkowa wynosi jedynie 125-250 kDa) i brakiem domen bogatych w cysteinę [Bobek i wsp., 1993]. Cząsteczki MUC7 występują głównie w formie monomerów, obok których spotyka się połączone końcami dimery, oraz tworzące „gwiazdę” tetramery [Mehrotra i wsp., 1998]. Wreszczcie, sklonowany ostatnio gen dla MUC3 wykazuje obecność jednej domeny podobnej do EGF, której funkcja nie jest znana [Gum i wsp., 1997].

Mimo wielu podobieństw w budowie i składzie aminokwasowym mucyny wydają się reprezentować heterogenną grupę białek o wspólnych funkcjach, a nie jedną rodzinę białkową, na co wskazuje bardzo mały stopień homologii w ich sekwencjach aminokwasowych [von Klinken i wsp., 1995].



Część cukrowa (O-glikany)


W glikoproteinach typu mucyn licznie występujące łańcuchy cukrowe połączone są z rdzeniem białkowym przede wszystkim wiązaniami O-glikozydowymi, utworzonymi pomiędzy resztami treoniny i seryny łańcucha polipeptydowego a resztami N-acetylogalaktozoaminy łańcucha cukrowego.

Łańcuchy O-glikozydowe mucyn dzielimy umownie na trzy części: (i) odcinek rdzeniowy (ang. inner core), „szkieletowy” (backbone) i obwodowy (periphery) [Hanski i wsp., 1992]. O-glikany mucyn, zbudowane zwykle z 1-20 reszt cukrowych, mogą tworzyć struktury liniowe, bądź występować jako struktury rozgałęzione. Są one zwykle naładowane ujemnie ze względu na obecność licznych reszt kwasu sjalowego lub grup siarczanowych, przyłączonych do galaktozy lub N-acetyloglukozoaminy łańcucha cukrowego.

Odcinek rdzeniowy, stanowiący najbardziej wewnętrzny fragment łańcucha cukrowego, połączony jest bezpośrednio z resztą seryny/treoniny łańcucha polipeptydowego poprzez redukcyjną resztę N-acetylogalaktozoaminy. W znanych dotychczas mucynach stwierdzono obecność 8 typów rdzeni (tab. 1.) [Kim i wsp., 1996]. Nie wykazano, przynajmniej na razie, żadnych ogólnych reguł dotyczących występowania mucyn o określonym typie rdzenia w danym typie tkanki. Najczęściej spotykane w prawidłowych tkankach są struktury rdzeniowe typu 1, 2, 3 i 4. Na przykład w komórkach nabłonka okrężnicy występują mucyny z łańcuchami O-glikozydowymi o rdzeniu cukrowym typu 3 [Podolsky, 1985], natomiast w komórkach pochodzących z żołądka – typu 1 i 2 [Slomiany i wsp., 1984]. Należy zaznaczyć, że typ rdzenia syntetyzowany przez komórkę może ulec zmianie w wyniku transformacji nowotworowej [Kim i wsp., 1996; Hanski i wsp., 1992]. I tak w przypadku raka okrężnicy obok rdzenia typu 3, pojawiają się O-glikany z rdzeniami typu 1 i 5.

Prawidłowe komórki nabłonkowe błon śluzowych człowieka wytwarzają mucyny z łańcuchami cukrowymi o czterech typach odcinka „szkieletowego” (tab. 2.). Typ 2 odcinka „szkieletowego” może wydłużać się, tworząc tzw. łańcuchy polilaktozoaminowe zbudowane z powtarzających podjednostek N-acetylolaktozoaminy.

W części obwodowej łańcuchów O-glikozydowych mucyn do łańcucha głównego najczęściej przyłączane są reszty kwasu sjalowego i/lub fukozy, co prowadzi do powstania antygenów z grupy Lewis (tab. 3.) [Feizi i Childs, 1987]. Stosunkowo często przyłączane są również grupy siarczanowe [Van Beurden-Lamers i wsp., 1989]. Znacznie rzadziej natomiast terminalną resztą cukrową jest N-acetylogalaktozoamina lub galaktoza, co z kolei prowadzi do powstania antygenów grupowych ABO (tab. 3.) [Feizi i Childs, 1985]. Obecność licznych reszt kwasu sjalowego i grup siarczanowych nadaje mucynom wydzielniczym ładunek ujemny, którego obecność w dużej mierze determinuje właściwości fizykochemiczne tej grupy glikoprotein. W komórkach prawidłowych mucyny błonowe, nie będące składnikiem śluzu, zawierają stosunkowo niedużo reszt kwasu sjalowego i grup siarczanowych na korzyść galaktozy, fukozy i N-acetyloheksozoamin [Corfield i Warren, 1996].

Obok łańcuchów O-glikozydowych, cząsteczki mucyn mogą również zawierać niewielką liczbę łańcuchów N-glikozydowych [Hilkens i Buijs, 1988]. W przypadku mucyny MUC1, będącej integralnym białkiem błonowym, są to łańcuchy cukrowe typu złożonego [Hilkens i Buijs, 1988]. Natomiast na mucynach typu wydzielniczego wydają się dominować łańcuchy N-glikozydowe typu „bogatego w mannozę” [Van Nieuw Amerongen i wsp., 1987].



ZMIANY W EKSPRESJI

I GLIKOZYLACJI MUCYN POWSTAŁE

W WYNIKU TRANSFORMACJI

NOWOTWOROWEJ


Liczne badania porównawcze tkanek nowotworowych i odpowiadających im tkanek prawidłowych, jak również rosnących in vitro linii komórkowych transformowanych i nietransformowanych wykazały, że zmiany w części białkowej i cukrowej mucyn nieodłącznie towarzyszą komórkom nowotworowym. Zmiany w części białkowej mogą obejmować zarówno zmniejszenie lub zwiększenie ekspresji danej apomucyny, jak i zmiany w rodzaju produkowanych mucyn.

Szczególnie dużo uwagi poświęcono zmianom w ekspresji mucyny MUC1. Z badań tych wynika, że procesowi nowotworowemu na ogół towarzyszy znaczące podwyższenie poziomu ekspresji, związanej z powierzchnią komórki mucyny [Zotter i wsp., 1988]. W przypadku złośliwych form raka piersi może on być do 10 razy większy w porównaniu z prawidłową tkanką [Zotter i wsp., 1988]. Sugeruje się, że ekspresja de novo lub nadekspresja mucyny MUC1 jest cechą komórek nowotworowych związaną z ich inwazyjnością. Korelację między obecnością MUC1 a inwazyjnością komórek nowotworowych pokazano między innymi na przykładzie inwazyjnego raka przewodu trzustki, inwazyjnego raka przewodów żółciowych, brodawczaka trzustki śluzotwórczego wewnątrzprzewodowego i gruczolakoraka przewodów żółciowych [Yonezawa i Sato, 1997; Yonezawa i wsp., 1998]. Równocześnie obecność mucyny MUC2 w tych samych typach nowotworów wskazuje na ich nieinwazyjny charakter i jest dobrym wskaźnikiem prognostycznym [Yonezawa i Sato, 1997]. Innym przykładem zmian ilościowych i jakościowych w ekspresji mucyn są komórki raka piersi, w których, obok znacznie podwyższonej ekspresji MUC1, stwierdza się obecność mucyny MUC6, nie wytwarzanej przez prawidłowe komórki [de Bolos i wsp., 1998].

Zmiany, którym podlegają łańcuchy cukrowe mucyn, a które związane są z procesem nowotworowym, można podzielić na trzy kategorie: (i) obniżenie liczby łańcuchów O-glikozydowych przyłączonych do apomucyny, (ii) niekompletną syntezę O-glikanów, której towarzyszy nagromadzanie struktur prekursorowych, (iii) zmiany w strukturach łańcuchów O-glikozydowych.

Obniżenie liczby łańcuchów O-glikanów prowadzi do odsłonięcia pewnych fragmentów łańcucha polipetydowego mucyn, które stają się dostępne, np. dla komórek układu odpornościowego [Finn i wsp., 1995]. Zjawisko to, obserwowane w przypadku MUC1 obecnej na komórkach raka piersi, jajnika i trzustki próbuje się obecnie wykorzystywać w immunoterapii tych nowotworów (patrz rozdział: MUC1 jako antygen).

W wyniku niekompletnej syntezy łańcuchów O-glikozydowych mucyn, na powierzchni komórek nowotworowych gromadzą się antygeny T, Tn i sjalo-Tn (tab. 4.) [Lisowska, 1995]. W tkankach prawidłowych antygen T występuje głównie w formie kryptycznej, maskowany przez dołączenie innych reszt cukrowych, najczęściej kwasu sjalowego lub przez bardziej eksponowane na zewnątrz błony komórkowej inne łańcuchy cukrowe. Można go wykryć, na przykład na powierzchni prawidłowego nabłonka przełyku czy żołądka, ale tylko w ilościach śladowych. Zwiększona ekspresja antygenu T i Tn koreluje z nabyciem przez komórki fenotypu inwazyjnego w rakach pęcherza moczowego, okrężnicy, trzustki i sutka [Dall'Olio, 1995]. Antygen sjalo-Tn pojawia się na powierzchni komórek gruczolakoraka okrężnicy (94 proc.), piersi (84 proc.), płuc (96 proc.) i jajników (100 proc.) [Thor i wsp., 1986].

Przykładem typowych modyfikacji struktur cukrowych związanych z transformacją nowotworową są zmiany w ekspresji układów grupowych ABH i Lewis [Feizi i Childs, 1985]. W przypadku tych ostatnich prowadzi to do pojawiania się (neosyntezy) na powierzchni komórek nowotworowych antygenów sjalo-Lewis^a, sjalo-Lewis^x, czy polimerycznych form antygenów sjalo-Lewis^x i Lewis^y, których nie stwierdza się na odpowiadających im prawidłowych komórkach.

Generalnie, w porównaniu z prawidłowymi komórkami, mucyny wytwarzane przez komórki nowotworowe charakteryzują się mniejszą liczbą krótszych O-glikanów.



ROLA W PROGRESYWNYM

WZROŚCIE NOWOTWOROWYM


Mucyny wydzielnicze, wchodzące w skład śluzu wyścielającego światła przewodu pokarmowego, oddechowego, moczo-płciowego, pełnią funkcje przede wszystkim ochronne [Van Klinken i wsp., 1995]. Lepkość śluzu, jego właściwości mechaniczne, są w głównej mierze uzależnione od części cukrowej mucyn, tzn. obecności rozlicznych łańcuchów O-glikozydowych oraz od ich występowania w formie oligomerów.

Obok tej, tradycyjnie przypisywanej im funkcji, mucyny, zwłaszcza błonowe, ze względu na duże rozmiary, ogromną ilość łańcuchów cukrowych, konformację cząsteczki oraz ujemny ładunek, mogą być, z jednej strony, istotną przeszkodą steryczną w oddziaływaniach między komórkami; z drugiej mogą pełnić rolę ligandów dla cząsteczek adhezyjnych, ułatwiając w ten sposób te kontakty. Dlatego nadekspresja mucyn ma znaczący wpływ na właściwości adhezyjne komórek [Hilkens i wsp., 1992; Van Klinken i wsp., 1995]. Przykładem hamującego wpływu na adhezję jest episjalina (MUC1), która w prawidłowych komórkach nabłonka jest obecna wyłącznie na powierzchni apikalnej, natomiast w wyniku transformacji nowotworowej pojawia się w dużej ilości na całej powierzchni błony komórkowej [Zotter i wsp., 1988]. W konsekwencji prowadzi to do rozluźnienia oddziaływań komórki nowotworowej z komórkami sąsiednimi oraz z macierzą zewnątrzkomórkową, co może, np. ułatwiać uwalnianie się komórek nowotworowych z guza pierwotnego [Hilkens i wsp., 1992; Wesseling i wsp., 1995, 1996]. Zdaniem Wessling i wsp. (1996) anty-adhezyjne właściwości episjaliny wynikają najprawdopodobniej z jej struktury. Osiągająca znaczną długość (200-500 nm), sztywna cząsteczka przesłania inne, leżące w obrębie glikokaliksu glikoproteiny o średniej długości cząsteczki około 35 nm. Natomiast ujemny ładunek, który cząsteczkom MUC1 nadają reszty kwasu sjalowego, zdaniem tych autorów, wydaje się odgrywać znacznie mniejszą rolę w jej antyadhezyjnych właściwościach. Przeciwne wyniki uzyskali natomiast Sawada i wsp. (1993), którzy w przypadku komórek SW1990 ludzkiego raka trzustki wykazali, że kwas sjalowy, związany właśnie z łańcuchami O-glikozydowymi mucyn, obniża adhezję homo- i heterotypową komórek nowotworowych.

W procesie wiązania komórek nowotworowych do śródbłonka naczyniowego, który w konsekwencji prowadzi do migracji tych pierwszych z układu naczyniowego, daje się wyróżnić dwa podstawowe etapy. Zgodnie z hipotezą zaproponowaną przez Honna i Tanga (1992) etap pierwszy obejmuje wstępne rozpoznanie i słabe oddziaływania między komórkami śródbłonka, a toczącymi się na nich komórkami nowotworowymi, w czym udział biorą cząsteczki adhezyjne – selektyny E i P i odpowiednie ligandy cukrowe, głównie antygeny sjalo-Lewis^a i sjalo-Lewis^x. Etap drugi obejmuje silne oddziaływania międzykomórkowe, za które są odpowiedzialne przede wszystkim cząsteczki adhezyjne z rodziny integryn. Rezultaty ostatnich badań wskazują na mucyny jako główne nośniki antygenów sjalo-Lewis^a i sjalo-Lewis^x na komórkach nowotworowych [Ugorski i Kłopocki, 1996]. Usunięcie tych glikoprotein z powierzchni błony komórkowej za pomocą O-sjaloglikoproteazy, enzymu trawiącego wyłącznie białka z rodziny mucyn, powoduje w przypadku niektórych linii komórkowych raka okrężnicy znaczne obniżenie ich adhezji do selektyny E i P [Mannori i wsp., 1995]. Podobne wyniki uzyskano stosując inhibitor syntezy łańcuchów O-glikozydowych – benzylo-α-N-acetylogalaktozoaminę [Izumi i wsp., 1995; Kojima i wsp., 1992]. Wskutek działania tego inhibitora na powierzchni komórek pojawiają się mucyny pozbawione antygenów Lewis. Obniżenie zdolności wiązania komórek raka trzustki do selektyny E uzyskiwano również poprzez zablokowanie tych oddziaływań za pomocą mucyn, zawierających antygeny sjalo-Lewis^a i sjalo-Lewis^x, pochodzących z surowicy pacjentów z chorobą nowotworową [Sawada i wsp., 1994].

Wydaje się, że im więcej jest mucyn na powierzchni komórki nowotworowej, im liczniej zatem prezentowane są ligandy dla selektyn – antygeny sjalo-Lewisa i sjalo-Lewisx, tym większa jest zdolność komórek do tworzenia przerzutów [Huand i wsp., 1992]. Na przykładzie komórek ludzkiego raka okrężnicy pokazano, że zahamowanie glikozylacji mucyn obniża właściwości inwazyjne takich komórek w warunkach in vitro [Yoon i wsp., 1996].

Biorąc powyższe informacje pod uwagę wydaje się, że mucyny, zwłaszcza te związne z powierzchnią komórki, jak MUC1, odgrywają ważną rolę we właściwościach adhezyjnych komórek nowotworowych. Mucyny spełniają bowiem wszystkie podstawowe kryteria „dobrych” ligandów dla selektyn: (i) dzięki wydłużonej i sztywnej budowie oraz wielkości są dobrze wyeksponowane na powierzchni komórek, (ii) posiadają dużą liczbę łańcuchów O-glikozydowych, które skupione w „pęki”, występują głównie w obrębie jednej domeny TRP i jak to już wspomniano (iii) są głównymi nośnikami antygenów cukrowych sjalo Lewis^a i sjalo Lewis^x na powierzchni komórek nowotworowych.



MUC1 JAKO ANTYGEN


Mucyna MUC1 ze względu na powierzchniową lokalizację, budowę cząsteczki, której charakterystyczną cechą jest obecność powtarzających się sekwencji aminokwasowych tworzących powtarzające się epitopy antygenowe oraz ze względu na fakt, że w komórkach nowotworowych wykazuje niższy stopień glikozylacji, może być rozpoznawana przez komórki układu immunologicznego [Barratt-Boyes, 1996].

Rozpoznanie MUC1 zarówno przez limfocyty T (CD8+) cytotoksyczne, jak i pomocnicze nie wymaga jej prezentacji, odpowiednio przez cząsteczki MHC klasy I i II [Finn i wsp., 1995]. Jest ona bezpośrednio wiązana przez cząsteczki TCR. Zdolność do wywołania odpowiedzi immunologicznej typu komórkowego przez MUC1 wykazano początkowo u pacjentów z rakiem trzustki i piersi, u których stwierdzono obecność cytotoksycznych limfocytów T w drenujących węzłach chłonnych. Komórki te, po stymulacji in vitro, reagowały z i niszczyły komórki różnych linii komórkowych raka trzustki i piersi pod warunkiem, że na ich powierzchni występowały cząsteczki MUC1 [Barnd i wsp., 1989].

Cytotoksyczne limfocyty T rozpoznają jako swoisty epitop część apomucyny. Epitop ten jest zlokalizowany w bezpośrednim sąsiedztwie epitopu wiązanego przez przeciwciała i obejmuje peptyd Ala-Pro-Asp-Thr-Arg stanowiący część powtarzających się odcinków aminokwasowych, wchodzących w skład domeny TRP [Burchell i wsp., 1989]. Stąd w jednej cząsteczce MUC1 taki epitop może być powtórzony od 20 do 120 razy. Jego pojawienie związane jest ze zmniejszoną glikozylacją mucyn w komórkach nowotworowych.

Ostatnio, u pacjentek z rakiem piersi, opisano również odpowiedź typu komórkowego, której wytworzenie wymaga prezentacji specyficznych peptydów pochodzących z MUC1 przez cząsteczki MHC klasy I [Domenech i wsp., 1995]. Obok odpowiedzi typu komórkowego, u pacjentów z rakiem jajnika, piersi i trzustki stwierdza się również obecność swoistych przeciwciał skierowanych przeciwko MUC1 [Gourevitch i wsp., 1995; Kotera i wsp., 1994; Mensdorff-Pouilly i wsp., 1996].

Mucyna MUC1 posiada właściwości immunomodulacyjne. Lityczne działanie limfocytów T może być, np. hamowane przez cząsteczki MUC1 obecne w krążeniu, jak to wykazano u pacjentek z rakiem piersi [Barnd i wsp., 1989; Hilkens i wsp., 1992]. Podobny efekt można obserwować w przypadku komórek nowotworowych z wysoką ekspresją MUC1 na ich powierzchni [Gimmi i wsp., 1996].

Cząsteczki mucyn stają się również immunogenne ze względu na obecność specyficznych struktur cukrowych, takich na przykład jak antygeny Tn czy sjalo-Tn [Apostolopoulos i McKenzie, 1994].



PODSUMOWANIE


Ostatnia dekada przynisła ogromny postęp wiedzy na temat budowy i właściwości mucyn, co zawdzięczamy w bardzo dużej mierze rozwojowi biologii molekularnej. Sklonowanie genów kodujących cząsteczki mucyn pozwoliło na opracowanie odpowiednich ich modeli na poziomie produktu białkowego, co z kolei znacznie ułatwiło badania nad funkcjami biologicznymi tych glikoprotein. Jak to już zostało powiedziane, tradycyjna rola mucyn sprowadzająca się wyłącznie do funkcji ochronnych, to tylko jedna z proponowanych aktywności biologicznych. Jak się wydaje, mucyny odgrywają bardzo ważną rolę we właściwościach adhezyjnych komórek i co jest bardzo prawdopodobne w przypadku mucyn błonowych – mają one brać udział w przekazie sygnału do wnętrza komórki.

Mucyna MUC1, jeden z najlepiej poznanych antygenów towarzyszących nowotworom, ze względu na swoje biochemiczne i immunologiczne właściwości, wydaje się być bardzo interesującym celem w immunoterapii nowotworów. Do otrzymania skutecznej szczepionki przeciwnowotworowej, próbuje się wykorzystywać syntetyczne peptydy, o sekwencjach odpowiadających fragmentom apomucyny, w połączeniu z adjuwantami, czy syntetyczne antygeny cukrowe typu Tn i sjalo-Tn [Apostolopoulos i McKenzie, 1994; Barratt-Boyes, 1996; Finn i wsp., 1995].


PIŚMIENNICTWO

1. Apostolopoulos V, McKenzie FC. Crc Rev Immunol 1994; 14:293-309.

2. Audie JP, Janin A, Porchet N, Copin C, Gosselin B, Aubert JP. J Histochem Cytochem 1993; 41:1479-1485.

3. Barnd DL, Lan MS, Metzgar RS, Finn OJ. Proc Nat Acad Sci USA 1989; 86:7159-7163.

4. Barratt-Boyes SM. Cancer Immunol Immunother 1996; 43:142-151.

5. Becker JW, Ericson HP, Hoffman S, Cunningham BA, Edelman GM. Proc Natl Acad Sci USA 1989; 86:1088-1092.

6. Biesbrock AR, Bobek LA, Levine MJ. Glycoconjugate J 1997; 14:415-422.

7. Bobek LA, Tsai H, Biesbrock AR, Levine MJ. J Biol Chem 1993; 268:20563-20569.

8. Burchell J, Taylor-Papadimitriou J, Boshell M, Gendler S, Duhig T. Int J Cancer 1989; 44:691-696.

9. Carlstedt I, Lindgren H, Sheehan JK, Ulmsten U, Wingerup L. Biochem J 1983; 211:13-22.

10. Carrato C, Balague C, De Bolos C, Gonzales E, Gambus J, Planas J, Perini JM, Andreu D, Real FX. Gastroenterology 1994; 107:160-172.

11. Chang SK, Dohrman AF, Basbaum CB, Ho SB, Tsuda T, Toribara NW, Gum JR, Kim YS. Gastroenterology 1994; 107:28-36.

12. Corfield AP, Warren BF. J Pathol 1996; 180:8-17.

13. Dall'Olio F. Clin Mol Pathol 1995; 49:126-135.

14. de Bolos C, Guma M, Barranco C, Garrido M, Kim SY, Real FX. Int J Cancer 1998; 77:193-199.

15. Domenech N, Henderson RA, Finn OJ. J Immunol 1995; 155:4766-4774.

16. Feizi T, Childs RA. Trends Biochem Sci 1985; 1:24-29.

17. Finn OJ, Jerome KR, Henderson RA, Pecher G, Domenech N, Magarian-Blander J, Barratt-Boyes SM. Immunol Rev 1995; 145:61-89.

18. Gendler SJ, Lancaster CA, Taylor-Papadimitriou J, Duhig T, Peat N, Burchell J, Pemberton L, Lalani EN, Wilson D. J Biol Chem 1990; 265:15286-15293.

19. Gimmi CD, Morrison BW, Mainprice BA, Gribben JG, Boussiotis VA, Freeman GJ, Park SYL, Watanabe M, Gong J, Hayes DF, Kufe DW, Nadler LM. Nat Med 1997; 2:1367-1370.

20. Gourevitch MM, Mensdorff-Pouilly S von, Litvinov SV, Kenemans P, van Kamp GJ, Verstraete AA, Hilgers J. Br J Cancer 1995; 72:934.

21. Gum JR, Hicks JW, Toribara NW, Siddiki B, Kim YS. J Biol Chem 1994; 269:2440-2446.

22. Gum JR, Ho JJL, Pratt WS, Hicks JW, Hill AS, Vinall LE, Roberton AM, Swallow PM, Kim YS. J Biol Chem 1997; 272:26678-26686.

23. Hanski C, Hanisch FG, Riecken EO. Cancer J 1992; 5:332-342.

24. Hilkens J, Buijs F. J Biol Chem 1988; 263:4215-4222.

25. Hilkens J, Ligtenberg MJL, Vos H, Litvinov SV. Trends Biochem Sci 1992; 17:359-363.

26. Ho SB, Niehans GA, Lyftogt C, Yan PS, Cherwitz DL, Gum ET, Dahiya R, Kim YS. Cancer Res 1993; 53:641-651.

27. Honn KV, Tang DG. Cancer Metastasis Rev 1992; 11:353-375.

28. Izumi Y, Taniuchi Y, Tsuji T, Smith CW, Nakomori S, Fidler IJ, Irimura T. Exp Cell Res 1995; 216:215-221.

29. Kim YS, Gum J, Brockhausen I. Glycoconjugate J 1996; 13:693-707.

30. Kojima N, Handa K, Newman W, Hakomori S. Biochem Biophys Res Commun 1992; 182:1288-1295.

31. Kotera Y, Fontenot JD, Pecher G, Matzgar RS, Finn OJ. Cancer Res 1994; 54:2856-2860.

32. Ligtenberg MJL, Kruijshaar L, Buijs F, van Meijer M, Litvinow SV, Hilkens J. J Biol Chem 1992; 267:6171-6177.

33. Lisowska E. Acta Biochem Pol 1995; 42:11-18.

34. Mannori G, Crottet P, Cecconi O, Hanasaki K, Aruffo A, Nelson RM, Varki A, Bevilacqua MP. Cancer Res 1995; 55:4425-4431.

35. Meerzaman D, Charles P, Daskal E, Polymeropoulos MH, Martin BM, Rose MC. J Biol Chem 1994; 269:12932-12939.

36. Mehrotra R, Thornton DJ, Sheehan JK. Biochem J 1998; 334:415-433.

37. Mensdorff-Pouilly S von, Gourevitch MM, Kenemans P, Verstraeten AA, Litvinov SV, van Kamp GJ, Meijer S, Vermorken J, Hilgers J. H Eur J Cancer 1996; 32A:1325.

38. Moniaux N, Nollet S, Porchet N, Degand P, Laine A, Aubert J-P. Biochem J 1999; 338:325-333.

39. Podolsky DK. J Biol Chem 1985; 260:15510-15515.

40. Sawada T, Ho JJL, Chung Y-S, Sowa M, Kim YS. Int J Cancer 1994; 57:901-907.

41. Sawada T, Ho JJL, Sagabe T, Yoon W-H, Chung Y-S, Sowa M, Kim YS. Biochem Biophys Res Commun 1993; 195:1096-1103.

42. Sheehan JK, Thornton DJ, Somerville M, Carlstadt I. Am Rev Respir Dis 1991; 144:S4-S9.

43. Slayter HS, Lamblin G, Le Treut A, Galabert C, Houdret N, Degand P, Roussel P. Eur J Biochem 1984; 142:209-218.

44. Slomiany A, Zdebska E, Slomiany BL. J Biol Chem 1984; 259:14743-14749.

45. Strous GJ, Dekker J. Crc Rev Biochem Molec Biol 1992; 27:57-92.

46. Thor A, Ohuchi N, Szpak C, Johnston W, Schlom J. Cancer Res 1986; 46:3118-3124.

47. Toribara NW, Ho SB, Gum E, Gum JR, Lau P, Kim YS. J Biol Chem 1997; 272:16398-16403.

48. Ugorski M, Kłopocki AG. Post Hig Med Dośw 1996; 50:209-231.

49. Nieuw Amerongen AV, Oderkerk C, Roukema P. Carbohydr Res 1987; 164:43-48.

50. Van Beurden-Lamers WMO, Spee-Brand R, Dekker J, Strous GJ. Biochim Biophys Acta 1989; 990:232-239.

51. Van Klinken B-W, Dekker J, Buller HS, Einerhand AC. Am J Physiol 1995; 269:G613-G627.

52. Wessling J, van der Valk SW, Vos HL, Sonnenberg A, Hilkens J. J Cell Biol 1995; 129:255-265.

53. Wessling J, van der Valk S, Hilkens J. Mol Biol Cell 1996; 7:565-577.

54. Yonezawa S, Sato E. Pathol Int 1997; 47:813-830.

55. Yonezawa S, Taira M, Osako M, Kubo M, Tanaka S, Sakoda K, Takao S, Aiko T, Yamamoto M, Irimura T, Kim YS, Sato E. Pathol Int 1998; 48:319-322.

56. Yoon WH, Park HD, Lim K, Hwang B-D. Biochem Biophys Res Commun 1996; 222:694-699.

57. Zotter S, Hageman PC, Lossnitzer A, Mooi WJ, Hilgers J. Cancer Rev 1988; 11-12:55-101.


ADRES DO KORESPONDENCJI

mgr Anna Laskowska

Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej

im. Ludwika Hirszfelda PAN

ul. Rudolfa Weigla 12

53-114 Wrocław