The concentration of histamine in plasma and tissues of the primary ductal breast cancers

WSTĘP

Histamina (HA) jest szeroko rozpowszechniona w świecie roślinnym i zwierzęcym [1]. Prawie wszystkie tkanki zawierają histaminę, a jej stężenia są szczególnie duże w skórze, błonie śluzowej żołądka i jelit oraz w płucach. Wszystkie tkanki są zdolne syntetyzować histaminę z L-histydyny przy udziale specyficznej dekarboksylazy histydynowej, a niekiedy pod wpływem niespecyficznej dekarboksylazy aromatycznych L-aminokwasów. Inaktywacja histaminy w ustroju odbywa się dwoma drogami poprzez metylację z udziałem N-metylotransferazy (HMT) i dezaminację oksydacyjną katalizowaną przez oksydazę diaminową histaminy. U człowieka histamina jest rozkładana głównie przez metylację z następową oksydacją [1]. Histamina bierze udział w licznych funkcjach ustroju, zarówno w procesach fizjologicznych, jak i w stanach patologicznych [2–4].
Badania Maślińskiego i wsp. [5] potwierdzają, że histamina jest ważnym mediatorem reakcji immunologicznych zachodzących w gruczołach sutkowych i rozwoju zmian włóknisto-torbielowatych gruczołu sutkowego [2]. Dalsze badania sugerują znaczną rolę histaminy w rozwoju zmian nowotworowych ustroju [3, 4]. Skąpa liczba doniesień i niejednoznaczne wyniki związane z wpływem histaminy na rozwój zmian nowotworowych w gruczole sutkowym stały się inspiracją do oceny zawartości histaminy w tkance raków przewodowych sutka i aktywności dekarboksylazy histydynowej i diaminooksydazy histaminy w tkance raków przewodowych i w tkance okołorakowej sutka.



Celem pracy jest ocena zależności między stężeniami histaminy w osoczu i tkankach pierwotnych raków przewodowych gruczołów piersiowych oraz tkance okołorakowej sutka a aktywnością dekarboksylazy histydynowej i diaminooksydazy, enzymów biorących udział w metabolizmie histaminy.



MATERIAŁ I METODY

Badaniem objęto 155 kobiet w wieku 38–70 lat, podzielonych na 2 grupy. Nie stwierdzono różnic w rozrodczości między grupami (średnia liczba porodów w grupie kontrolnej 2,1; a w grupie badanej 1,75). Grupa I kontrolna obejmowała 60 kobiet w wieku 50,6±2,3 lat, u których przeprowadzane były operacje plastyczne gruczołów piersiowych. U kobiet grupy kontrolnej gruczoły piersiowe były bez zmian patologicznych w gruczole sutkowym, potwierdzonych badaniami klinicznymi, biofizycznymi (badanie ultrasonograficzne, mammograficzne), które zgłaszały się na plastyczne operacje gruczołów piersiowych, a w badaniach histopatologicznych wycinków usuniętej tkanki nie było zmian patologicznych. Grupę II stanowiło 95 kobiet w wieku 51,9±1,7 z rakiem przewodowym inwazyjnym sutka, potwierdzonym badaniem histopatologicznym wycinków pooperacyjnych. Wstępna diagnostyka zmian w sutkach grupy II została przeprowadzona na podstawie badań klinicznych, biofizycznych i cytologicznych materiału uzyskanego drogą punkcji cienkoigłowej zmian nowotworowych (FNB – fine needle biopsy). Grupa III obejmowała 95 kobiet w wieku 51,9±1,7, u których materiałem do oceny zawartości histaminy była prawidłowa tkanka okołorakowa grupy II kobiet. Następnie wykonano badanie histopatologiczne wycinków usuniętego ogniska rakowego i węzłów chłonnych. Spośród 155 kobiet objętych badaniami 97 (62,57 proc.) było w okresie przedmenopauzalnym, a w okresie pomenopauzalnym 58 (37,43 proc.). Regularne cykle miesiączkowe w grupie I (86,6 proc.), a w grupie II 50 (77 proc.), wskaźnik masy ciała wynosił BMI <25 u 61 (39,7 proc.) kobiet, natomiast powyżej 25 stwierdzono u 94 (60,3 proc.) kobiet.



Przed zabiegiem operacyjnym pobierano krew z żyły odłokciowej w godzinach rannych, celem oznaczenia histaminy w osoczu krwi. Wycinki zdrowej tkanki (grupa kontrolna) i tkanki raków sutka oraz tkanki okołorakowej (grupa badana) po zamrożeniu w azocie płynnym i zawinięciu w podwójną folię przechowywano w temperaturze -30oC przez 14 dni do dalszych badań, celem oznaczenia stężenia histaminy w powyższych tkankach.
Stężenie histaminy (HA) w osoczu oznaczono metodą immunoenzymatyczną wg Elisa, zestawami firmy Immunotech, natomiast w tkankach gruczołu sutkowego metodą izotopową wg Taylora [6].
Aktywność dekarboksylazy histydynowej (HDC) w wyżej wymienionych tkankach oznaczano metodą izotopową wg Watanaba [7], a oksydazy diaminowej histaminy (DAO) metodą izotopową według Fogel i wsp. [8]. Badania izotopowe zostały przeprowadzone w Zakładzie Amin Biogennych Polskiej Akademii Nauk.
Analizę statystyczną przeprowadzono wg programu Statistica P, a współczynniki korelacji Pearsona [9], przyjmując za znamienność statystyczną P <0,05.
Na przeprowadzenie badań biochemicznych była zgoda Komisji Etyki Lekarskiej Pomorskiej Akademii Medycznej nr BN-001/7 2000.



WYNIKI

Spośród 95 badanych kobiet, rak przewodowy sutka występował w 85 (89,5 proc.), Ca lobulare u 7 (7,4 proc.), Ca cribriforme u 3 (3,1 proc.). W rakach przewodowych inwazyjność występowała u 83 (87,4 proc.) kobiet, a rak nieinwazyjny w 12 (12,6 proc.) przypadkach. Receptory estrogenowe w rakach przewodowych stwierdzono w 75 (78,19 proc.) przypadkach, a brak receptorów w 20 (21,1 proc.). Wymiary guzów sutka T1 40 (43,1 proc.), T2 45 (47,3 proc.), T3 10 (10,5 proc.). Stopień histologicznej złośliwości raków wg Blooma i Richardsona stwierdzono w I stopniu 20 (21 proc.), w II stopniu 60 (63,1 proc.) w III stopniu 15 (15,8 proc.). Brak przerzutów do regionalnych węzłów chłonnych stwierdzono w 24 (25,3 proc.), a przerzuty w 71 przypadkach (74,7 proc.).
W porównaniu z wartościami grupy kontrolnej, u kobiet z rakiem sutka wskaźniki masy ciała (P<0,05), stężeń histaminy w osoczu i tkance rakowej (P<0,001) i aktywność dekarboksylazy histydynowej (P<0,01) są znamiennie wyższe. Natomiast aktywność diaminooksydazy histaminowej (P<0,001) jest znamiennie niższa zarówno w tkance rakowej, jak i okołorakowej gruczołu piersiowego. Zawartość histaminy w tkance okołorakowej sutka była niezamiennie wyższa w porównaniu z wartościami grupy kontrolnej, natomiast aktywność dekarboksylazy histydynowej nie wykazuje różnic (tab. 2.).
U kobiet z rakiem sutka występuje znamienna ujemna korelacja między zawartością histaminy w tkance rakowej i aktywnością DAO (R=-0,321; P<0,05) oraz zawartością histaminy w tkance okołorakowej a aktywnością DAO (R=-0,340; P<0,05). Natomiast nie stwierdzono korelacji między aktywnością dekarboksylazy histydynowej a zawartością histaminy w tkance rakowej (R = 0,150: P >0,23) i okołorakowej (R= 0,240: P >0,36).



OMÓWIENIE WYNIKÓW

Histamina jest magazynowana w komórkach tucznych, w ziarnistościach wydzielniczych w kompleksie z heparyną i cynkiem [10], a jej zawartość w tkankach poszczególnych narządów jest dość zróżnicowana. Wpływ histaminy na czynność narządów występuje za pośrednictwem receptorów histaminowych, z których wyróżnia się 3 typy. Selektywne inhibitory receptora H1, nazywamy lekami antyhistaminowymi, inhibitory receptora H2 hamują wydzielanie kwaśnego soku żołądkowego, natomiast receptory H3 pełnią funkcje autoreceptorów hamujących uwalnianie histaminy. Histamina działa bezpośrednio poprzez receptory H2 na proliferację i wczesną ekspresję odpowiedzi komórkowej za pośrednictwem genu c-fos, powodując zwiększenie metabolizmu komórek [11]. Wzrost aktywności receptorów H2 prowadzi do indukcji protein kinazy C w komórkach, ich przerostu oraz następowych zmian proliferacyjnych gruczołu sutkowego.



Fakt stwierdzenia w obecnych badaniach znamiennie wyższej zawartość histaminy (P<0,001) w tkankach raków przewodowych sutka w porównaniu z wartościami kobiet zdrowych, może przemawiać za rolą tej monoaminy w patogenezie nowotworów. Znamienny wzrost zawartości histaminy w tkankach raków przewodowych spowodowany jest wzrostem biosyntezy histaminy z histydyny w wyniku znamiennie większej aktywności derkarboksylazy histydynowej (P<0,001) oraz znamiennym obniżeniem aktywności DAO (P<0,001), która inaktywuje histaminę drogą dezaminacji oksydacyjnej. Wyniki te są zgodne z doniesieniami innych autorów [12], którzy wykazali, że zawartość histaminy w guzach sutka zależy od miejsca pobrania wycinka do badania [13]. Mimo że w tkankach obwodowych dużych guzów zawartość histaminy jest wyższa, nie wykazano korelacji między wymiarami guza a stopniem zróżnicowania i miejsca pobrania wycinków do badania [14]. Znamienny wzrost stężenia histaminy w tkance raków przewodowych sutka może być spowodowany również znamiennym obniżeniem aktywności N-metylotransferazy [15], która inaktywuje histaminę tkankową poprzez metylację [16]. Proliferacyjne działanie histaminy w schorzeniach gruczołu sutkowego pozostaje w interakcji z naskórkowym czynnikiem wzrostowym (EGF), którego synteza pobudzana jest przez histaminę [17]. Zastosowanie inhibitorów receptorów w leczeniu łagodnych schorzeń gruczołu sutkowego, prowadzi do zahamowania procesów proliferacyjnych i rozwoju nowotworów. Wzrost aktywności receptorów histaminowych w komórkach prowadzi do niekontrolowanej proliferacji komórek, wzrostu gęstości tkanek sutka i rozwoju zmian nowotworowych [18].



WNIOSKI

- Znamienny wzrost stężenia histaminy w tkankach raków przewodowych sutka spowodowany jest wzrostem syntezy i upośledzonym rozkładem.
- Wykładnikami zaburzonego metabolizmu histaminy w tkankach raków przewodowych sutka jest znamienny wzrost aktywności dekarboksylazy histydynowej oraz obniżenie aktywności diaminooksydazy.
- Wyższe stężenie histaminy w osoczu u kobiet z rakiem przewodowym sutka może być spowodowane zwiększonym uwalnianiem histaminy z tkanek do krążenia.


PIŚMIENNICTWO

1. Maśliński C. Histamine and its metabolism in mammals. Part II and I. Agents Actions 1975; 5: 89-107 and 183-225.
2. Breckwoldt M. Endocrinology and therapy of breast diseases. Zentralbl Gynäkol 1990; 112: 1097-9.
3. Whitchead RJ, Taylor DJ, Evanson JM, et al. Demonstration of histamine H2 receptor on human melanoma cells. Biochem Biophys Commun 1988; 151: 518-23.
4. Adams WJ, Lawson JA, Morris DL. Cimetidine inhibits in vivo growth of human colon cancer and reverses histamine stimulated in vitro and in vivo growth. Gut 1994; 35: 1632-6.
5. Maśliński C, Kierska D. Histamine in C3H/2 mice carrying spontaneous tumors of the mammary gland. Agents Actions 1991; 33: 192-4.
6. Taylor KM, Snyder SH. Isotopic microassay of histamine, histidine, histidine decarboxylase and histamine methyltransferase in brain tissue. J Neurochem 1972; 19: 1343-58.
7. Watanaba T. Increase in histidine decarboxylase activity in mouse skin after application of the tumor promoter tetradecanoylphrobol acetate. Biochem Biophys Res Commun 1981; 100: 427-31.
8. Fogel WA, et al. A sum of 14C putrescine metabolites as a measure of DAO activity. Column chromatography assay. Agents Actions 1985; 16: 99-101.
9. Stanisz A. Przystępny kurs statystyki w oparciu o program Statistica PC. Ed. Stat. Soft, Kraków 1998.
10. Maśliński C, Kierska D, Fogel WA, et al. Histamine in mammary gland in pregnancy and lactation. Comp Biochem Physiol 1996; 116A: 1-6.
11. Wang LD, Hoeltel M, Rutler K, et al. Activation of the histamine H2 receptor is linked to cell proliferation and c-fos gene transcription. Am J Physiol 1997; 273: 2037-44.
12. Chanda R, Ganguly AK. Diaminooxidase activity and tissue histamine content of human skin, breast and rectal carcinoma. Cancer Lett 1987; 34: 207-12.
13. Garcia-Caballero M, Neugebauer E, Rodriguez F, et al. Histamine synthesis and content in benign and malignant breast tumor. Its effects on other host tissues. Surg Oncol 1994; 3: 167-73.
14. Burtin C, Scheinmann P, Salomon IC, et al. Increased tissue histamine in tumor-bearing mice and rats. Br J Cancer 1981; 43: 684-8.
15. Stanosz S, Stanosz M, Sankowski Z, et al. Histamine in the neoplasmatic tissue of the breast cancer. VI. Congress of European Society for Gynecologic and Obstetric Investigation. Madonna di Campiglio 2002; 444-7.
16. Kikuchi K, Kanedo T, Takehara K. Effect of various growth factors and histamine on cultured colloid fibroblasts. Dermatology 1995; 190: 4-8.
17. Stanosz S, Sieja K, Wysocki K, et al. Histamina and epidermal growth factor in women with mild pathological state of mammary gland. Practising Gynecology 2000; 8: 43-5.
18. Davio C, Balolia A, Mladovan A, et al. Expression of histamine receptors in different cell lines derived from mammary gland and human breast carcinomas. Inflamm Res 1995; 44: Supl 1, S 70-1.


ADRES DO KORESPONDENCJI
prof. dr hab. med. Stanisław Stanosz
Pracownia Menopauzy i Andropauzy
Pomorska Akademia Medyczna
ul. Unii Lubelskiej 1
71-256 Szczecin
tel. 0 (prefiks) 91 486 13 20
faks: 0 (prefiks) 91 425 33 06
e-mail: stanosz@poczta.onet.pl