The effect of cytotoxic treatment on bone tissue

Leczenie cytotoksyczne obciążone jest istotnymi objawami niepożądanymi, występującymi niekiedy już w trakcie podawania cytostatyków lub pomiędzy cyklami. Wpływ chemioterapii na tkankę kostną, którego efekt - ze względu na metabolizm kości - najczęściej przesunięty jest w czasie i ujawnia się zwykle tylko u chorych o lepszym rokowaniu, nie znajduje się w centrum zainteresowania, w tym również w kontekście zapobiegania mu. Wystąpienie niepożądanych objawów chemioterapii ze strony kości może jednak -szczególnie u osób o dobrym rokowaniu - być w perspektywie przyczyną dolegliwości znacznie pogarszających komfort życia. Tym bardziej, że ten rodzaj leczenia skojarzony jest często ze steroido- i radioterapią.



OBSERWACJE KLINICZNE


Już w latach 60. ubiegłego wieku opublikowano wyniki badania wpływu leczenia metotreksatem na gospodarkę wapniową, wykazując zwiększoną zawartość tego pierwiastka w moczu, kale i surowicy krwi, a pośrednio jego zwiększoną resorpcję z kości w trakcie chemioterapii [1]. Z czasem dołączyły się obserwacje z klinik hematologicznych, wskazujące na silne dolegliwości bólowe i trudno zrastające się złamania kości długich, występujące u chorych w trakcie leczenia i remisji po leczeniu ostrych białaczek z użyciem metotreksatu [2-8]. Chociaż istotne znaczenie miały wysokie dawki stosowanych steroidów, dużą rolę przypisywano działaniu cytostatyków. Obniżenie gęstości mineralnej kości (BMD) oraz takie cechy jakościowe osteopenii, jak zwężenie warstwy korowej, obniżenie wskaźnika Singha, czy wyraźniejsze (na skutek przerzedzenia) beleczkowanie lub przeciwnie - zanik struktury obrazu beleczek, zaobserwowano w radiogramach kości pacjentów klinik hematologicznych.



Podobne doniesienia pochodzą z obserwacji chorych leczonych metotreksatem z powodu reumatoidalnego zapalenia stawów i łuszczycy [9-17]. U pacjentów z tej grupy stwierdzano po leczeniu nie tylko kliniczne objawy osteopatii, ale również zmiany w badaniach histologicznych i biochemicznych kości. W przypadkach leczonych niskimi cotygodniowymi dawkami metotreksatu odnotowano triadę objawów, na którą składały się: osteoporoza, silne bóle dalszej części piszczeli i jej kompresyjne złamania [9]. Zaobserwowano też - na podstawie biopsji grzebienia biodrowego - zahamowanie czynności osteoblastów [13], a także wystąpił znamienny spadek syntezy osteokalcyny w osteoblastach - w obu badaniach po cotygodniowym podawaniu metotreksatu w niskich dawkach [14]. Dane te zgodne są z ujawniającym się wpływem metotreksatu na osteoblasty w warunkach in vitro, w którym ten cytostatyk okazał się silnym inhibitorem proliferacji komórek kościotwórczych, wpływającym na metabolizm kości i jej regenerację [15, 16]. Nie stwierdzono natomiast wpływu leku na różnicowanie osteoblastów [16]. Na możliwość bezpośredniego oddziaływania metotreksatu na kość wskazuje wysokie stężenie leku zarówno w kości korowej, jak i beleczkowatej w dzień po podaniu domięśniowym [17]. Katz i wsp. [18] opisali znamienne obniżenie poziomu parathormonu i stężenia całkowitego wapnia we krwi w odpowiedzi na niskie dawki metotreksatu, sugerując bezpośredni wpływ na wydzielanie tego hormonu. Nie wykazano natomiast istotnych zmian w stężeniu wolnego wapnia i osteokalcyny we krwi oraz gęstości mineralnej kości mierzonej przy użyciu absorbcjometrii podwójnej wiązki fotonowej (DPA). Również Carbone i wsp. [19] nie potwierdzili zmian gęstości mineralnej kości w wyniku leczenia niskimi dawkami metotreksatu.



Natomiast wśród chorych na nowotwory lite, jak guzy mózgu występujące u dzieci, leczonych z tego powodu skumulowaną dawką metotreksatu 20 g/m2, 80 g/m² i 135 g/m² stwierdzono osteopatię, sugerując wewnątrzkomórkową akumulację cytostatyku i jego poliglutaminianowej pochodnej jako przyczynę toksyczności dla kośćca [20]. Ocena radiologiczna i scyntygraficzna kości 87 chorych na kostniakomięsaka [21] wykazała u ośmiorga z nich objawy analogiczne do towarzyszących leczeniu białaczek wysokimi dawkami metotreksatu. Były to: osteopenia, strefy rzekomego wapnienia i wieloogniskowość procesu. Najczęściej dotkniętymi przez te powikłania były kości: ramieniowa, piętowa, łonowa i piszczelowa. Stwierdzono też znamienną różnicę pomiędzy wiekiem chorych ze zmianami w kościach (średnia wieku 9,2 lat) i pozostałych (średnia wieku 14,9 lat) - p<0,001 - co potwierdza większą wrażliwość kości będącej na wcześniejszym etapie rozwoju. Nie stwierdzono bezpośredniego wpływu wielkości dawki na wystąpienie osteopatii. Inny opisany fakt to różnica wyników pomiarów gęstości mineralnej kości (BMD) w 6 do 9 mies. po zakończeniu chemioterapii kostniakomięsaka adriamycyną i cisplatyną w skojarzeniu z niską (750 mg/m²) i wysoką (7,5 mg/m²) dawką metotreksatu. Wysokość dawki zależna była od wyniku randomizacji, a pomiary przeprowadzono pomiędzy dystalną i środkową 1/3 kości promieniowej (mid point - MP) oraz w miejscu, gdzie odległość pomiędzy kośćmi przedramienia wynosi 5 mm (modified distal point - MDP). Wyniki pomiarów u osób leczonych różnymi dawkami zestawiono z grupą kontrolną, a znamienne obniżenie BMD w grupie wysokodawkowej wskazuje na zależność osteopenii od dawki. Brak widocznego wpływu niskich dawek leku na kość ma być efektem jej intensywnego rozwoju u chorych na kostniakomięsaka - nowotwór występujący częściej u osób wysokich. Wystąpienie zaś wyraźnej osteopeni w MDP kości poddanej wysokiej dawce metotreksatu - w miejscu, gdzie struktura beleczkowata jest dominująca - koreluje z faktem, iż ten rodzaj kości jest szczególnie wrażliwy na działanie również innych czynników wywołujących osteopenię, jak deficyt estrogenów czy steroidoterapia [22].
Godny odnotowania jest niekorzystny wpływ ifosfamidu i jego połączeń na tkankę kostną, podczas chemioterapii stosowanej u młodych chorych. Pojawiające się w trakcie stosowania tego leku uszkodzenie kanalików nerkowych prowadzi do upośledzenia reabsorpcji fosforanów, a przez to do kwasicy metabolicznej oraz utraty fosforanów i wapnia z moczem [23]. Konsekwencją tego mogą być stwierdzone u dzieci przyjmujących ifosfamid obniżenie gęstości mineralnej kości [24] i objawy osteomalacji [25, 26]. Chemioterapia ifosfamidem może też łączyć się z obniżeniem poziomu osteokalcyny w surowicy krwi [27].

Istotnym czynnikiem wywołującym osteopenię u kobiet po chemioterapii, jest zahamowanie czynności jajników, manifestujące się przedwczesną menopauzą lub zaburzeniami miesiączkowania. Zaobserwowano znamienne statystycznie obniżenie gęstości kości beleczkowatej i korowej w przypadkach z wypadnięciem funkcji jajników, w porównaniu z pacjentkami zachowującymi normalną ich czynność - w grupie kobiet leczonych z powodu ziarnicy złośliwej [28, 29]. Wpływowi chemioterapii na gonady przypisuje się również obniżenie gęstości mineralnej kości u leczonych z tego samego powodu mężczyzn, za czym przemawia korelacja pomiędzy gęstością mineralną kości a poziomem testosteronu [30]. Chociaż zaburzenia funkcji gonad występują częściej u chorych leczonych z powodu ziarnicy złośliwej w porównaniu z chorymi na chłoniaki nieziarnicze - co tłumaczy się różnicą w częstości stosowania radioterapii i prokarbazyny [31] - to obniżenie gęstości mineralnej kości występuje również u kobiet leczonych na chłoniaki złośliwe nieziarnicze. Odpowiedzialność za to przypisuje się nie tylko wysokim dawkom steroidów, ale też stosowanym cytostatykom [32].



Obniżenie gęstości mineralnej kości występujące u chorych leczonych chemicznie z powodu raka piersi w wieku przedmenopauzalnym również należy łączyć z zaburzeniem funkcji jajników. W badaniu Bruninga [33] podawanie chemioterapii związane było z częstszym występowaniem przedwczesnej menopauzy i znamiennym obniżeniem gęstości mineralnej kości w porównaniu do grupy kontrolnej kobiet w wieku przedmenopauzalnym po amputacji piersi, nieleczonych chemicznie. W badaniu ZEBRA poprawa mineralizacji kości nie ujawniła się jeszcze po trzech latach od zakończenia chemioterapii adjuwantowej wg schematu CMF (cyklofosfamid, metotreksat, 5-fluorouracyl) [34]. Efekt chemioterapii wywołany w kościach kobiet w wieku przedmenopauzalnym leczonych z powodu raka piersi, dał się również stwierdzić w badaniu radiostruktury, przeprowadzonym oryginalną metodą opracowaną przez Zielińskiego. Zmniejszenie grubości beleczek i względnego pola zajmowanego przez beleczki, koreluje z klinicznymi i doświadczalnymi doniesieniami o hamującym działaniu metotreksatu na proliferację i aktywność osteoblastów, a co za tym idzie wolniejszym tworzeniu osteoidu i regeneracji kości, w której zaczynają przeważać procesy resorpcji i w której objętość masy kostnej zmniejsza się. Odzwierciedleniem zaburzeń mineralizacji może być stwierdzone zmniejszenie średniej gęstości radiologicznej kości. Porównanie wyników grupy chorych po chemioterapii z grupą kontrolną w podobnym wieku i z chorymi z jawną klinicznie osteoporozą starczą lub pomenopauzalną, zbliża ją pod względem radiostruktury do grupy kobiet w podeszłym wieku [37].



Wobec przytoczonych wyżej faktów oczywiste jest, że podobne objawy wywołuje chemioterapia wysokodawkowa z przeszczepem szpiku lub krążących komórek progenitorowych [38-41]. Po kondycjonowaniu wyłącznie chemioterapią, tylko 30 proc. leczonych kobiet zachowuje czynność jajników [38], a przy skojarzeniu z radioterapią (radioterapia całego ciała - TBI) prawidłowe funkcjonowanie gonad traci ponad 90 proc. chorych [39]. Nic zatem dziwnego, że Castaneda i wsp. stwierdzili występowanie osteopenii u 33 proc., a osteoporozy u 18 proc. leczonych z zastosowaniem przeszczepu szpiku [40]. Szczególną rolę w hamowaniu czynności jajników przypisuje się stosowanemu w wysokiej dawce busulfanowi [41].



Obserwacje kliniczne i laboratoryjne skłoniły badaczy do poszukiwania metod zapobiegania efektowi wywoływanemu w tkance kostnej przez chemioterapię. Doustny bifosfonian klodronat, stosowany u kobiet leczonych adjuwantowo po operacji z powodu raka piersi, badano pod kątem zapobiegania osteopenii, a także zmniejszenia częstości występowania przerzutów do kości. W badaniach fińskich nie tylko potwierdzono obniżenie gęstości mineralnej kości w wyniku wywołanej chemioterapią ablacji jajników, ale również wykazano ochronny wpływ klodronianu, wyrażony znamiennie mniejszym ubytkiem masy kostnej. Gęstość mineralna kości u chorych z zachowaną czynnością jajników zmieniała się minimalnie [35, 36]. Zbieżne są wyniki pracy Powlesa i wsp. [42]. Interesujące w kontekście wzajemnego oddziaływania komórki nowotworowej i osteoklastu, przybierającego postać dodatniego sprzężenia zwrotnego [43], są wyniki badań klinicznych, których celem było sprawdzenie skuteczności klodronianu w zapobieganiu przerzutom raka piersi do kości. vanHolten-Verzantvoort i wsp., którzy podawali lek w przypadkach nawrotowej choroby bez przerzutów w kośćcu [44] oraz Saarto w leczeniu adjuwantowym [45], nie wykazali wpływu klodronianu na zapobieganie występowaniu wznowy w kośćcu. Przeciwne są wnioski z szeregu innych prac, w tym dużego badania Powlesa [46-49].



BADANIA LABORATORYJNE


Badania na modelu zwierzęcym pozwalają na inwazyjne określenie zmian zachodzących w tkance kostnej pod wpływem chemioterapii. Szereg tego rodzaju doświadczeń dowiódł upośledzenia formowania nowej tkanki kostnej przez cytostatyki, zmiany aktywności komórek kości, a także uszczuplenia objętości kości beleczkowatej [50-56]. I tak w badaniu histomorfometrycznym kręgów dwóch grup szczurów, którym podano doksorubicynę lub metotreksat, stwierdzono 27-procentowe zmniejszenie objętości kości beleczkowatej w grupie przyjmującej metotreksat, w porównaniu z grupą kontrolną - w grupie po doksorubicynie wartości osiągnęły wartości pośrednie, jednak statystycznie znamiennie niższe niż w grupie kontrolnej. Odnotowano też w obu grupach obniżone formowanie osteoidu - szczególnie po metotreksacie, co tłumaczy się jego wpływem zarówno na syntezę rRNA, jak i mRNA. Z kolei parametry charakteryzujące resorpcję kości, jak powierzchnia beleczek pokryta osteoklastami czy ilość osteoklastów na milimetr powierzchni beleczki, były wyższe tylko po metotreksacie. Autorzy przywiązują dużą wagę do hamującej syntezę białka roli cytostatyków, jako mniej istotne traktują zaburzenia mineralizacji [52]. Efekty te dotyczyły efektu zaistniałego w krótkim czasie (zwierzęta zabijano w 14. dniu od rozpoczęcia protokołu), wyraźne są jednak także po 30, 80 i 170 dniach od dootrzewnowego podania metotreksatu. Wheeler i wsp. [53] oceniali zmiany zachodzące w kościach udowej i piszczelowej szczurów po 30, 80 i 170 dniach od dootrzewnowego podania metotreksatu. W porównaniu z grupą kontrolną odnotowano znamienne zmniejszenie powierzchni mineralizacji i objętości kości beleczkowatej w 80. i 170. dniu badania oraz wzrost powierzchni zajmowanej przez osteoklasty - przy jednoczesnym zahamowaniu przyrostu podłużnego kości. Zmieniła się aktywność komórek kostnych: zmniejszyła osteoblastów i zwiększyła osteoklastów. Minimalny był wpływ podawania cytostatyku na właściwości biomechaniczne kości. Z kolei wynikiem podawania metotreksatu dootrzewnowo z jednoczesną owariektomią lub bez niej przez 16 tyg. było, w porównaniu z grupą kontrolną, znamienne zahamowanie procesu formowania kości (oceniane na podstawie poziomu fosfatazy alkalicznej i osteokalcyny) oraz nasilenie resorpcji przejawiającej się zmianami poziomu hydroksyproliny w moczu. O obu zjawiskach świadczyły też zmiany w wynikach badań histomorfometrycznych. Masa kostna znamiennie niższa była w grupie po chemioterapii [54]. Zbieżne są wnioski z kolejnego badania, mówiące o zahamowaniu przyrostu tkanki kostnej, na skutek demineralizacji jej substancji międzykomórkowej w trakcie podawania doksorubicyny i metotreksatu. Stwierdzono też różnicę w mechanizmie działania cytostatyków na poziomie komórkowym [55]. Przyczyn różnicy w oddziaływaniu chemioterapii na liczbę osteoblastów i osteoklastów poszukuje się w mniejszej toksyczności cytostatyków dla prekursorów komórek kościotwórczych, co z kolei może być związane z różnicą w dystrybucji leku w różnych obszarach tkanki kostnej [56]. Podkreśla się, że cytostatyki działają toksycznie na kości nie tylko ze względu na wywoływane zaburzenia czynności gonad [51]. Jednym z takich mechanizmów może być wpływ na interakcje pomiędzy parathormonem a jego receptorem lub/i osłabienie przepływu informacji z kompleksu hormon - receptor do cyklazy adenylowej [57]. Interesujący jest fakt hamowania przez metotreksat syntezy interleukiny-2β i stymulowanie uwalniania antagonisty receptorów dla interleukiny-2β w komórkach mononuklearnych ludzkiego szpiku kostnego - dzieje się tak, pomimo że niedobór hormonów płciowych sprzyja podwyższonej aktywności cytokin zapalnych [58].



PODSUMOWANIE


Pomimo poszukiwania nowych leków i metod, chemioterapia jest nadal jednym z filarów leczenia przeciwnowotworowego, stosowanym również szeroko w reumatologii. Przegląd danych literaturowych obrazuje kliniczne postacie, jakie może przybrać jej toksyczny wpływ na kościec. Niezwykle interesujące, nie tylko ze względów poznawczych, jest przeanalizowanie mikroskopowych zmian możliwych do zaobserwowania w obrębie tkanki kostnej, dotyczących zarówno jej komórek, jak i substancji międzykomórkowej. Narażenie na pozanowotworowe dolegliwości ze strony kośćca jest warte uwagi choćby dlatego, że w trakcie obserwacji po leczeniu może błędnie sugerować pojawienie się przerzutów. Nie do pominięcia jest również wpływ na późniejszą jakość życia, szczególnie chorych o lepszym rokowaniu.



PIŚMIENNICTWO

1. Nevinny HB, Krant MJ, Moore EW. Metabolism 1965; 14: 135-9.
2. Ragab AH, French RS, Vietti TJ. Cancer 1970; 25: 580-5.
3. O’Regan S, Melhorn DK, Newman AJ. Am J Dis Child 1973; 126: 489-90.
4. Stanisavljevic S, Babcock AL. Clin Ortho, 1977; 125: 139-44.
5. Hui L, Wiernik PH. Am J Hematol 1996; 52: 184-8.
6. Nesbit M, Krivit W, Heyn R, Sharp H. Cancer 1976; 37: 1048-54.
7. Schwartz A M, Leonidas JC. Skeletal Radiol 1984; 11: 13-6.
8. Halton JM, Atkinson SA, Fraher L, Webber C, Gill GJ, Dawson S, Barr RD. J Bone Miner Res 1996; 11: 1774-83.
9. Zonneveld IM, Bakker WK, Dijkstra PF, Bos JD, van Soesbergen RM, Dinant HJ. Arch Dermat 1996; 132: 184-7.
10. Maenaut K, Westhovens R, Dequeker J. J Rheumatol 1996; 23: 2156-9.
11. Dequeker J, Maenaut K, Verwilghen J, Westhovens R, Clin Exp Rheumatol 1995; 13 (Suppl 12), S21-S26.
12. Shapira D, Scharf Y. Clin Exp Rheumatol 1995; 13: 130-1.
13. Preston SJ, Diamond T, Scott A, Laurent MR. Ann Rheum Dis 1993; 52: 582-5.
14. Ward SB, Smith JB, Maccario D, Abruzzo JL. Arthritis Rheum, 1992; 35 (suppl 5): R5.
15. Scheven BA, van der Veen MJ, Damen CA, Labefer FP, van Rijn HJ, Bijlsma JW, Duursma SA. J Bone Miner Res 1995; 10: 874-80.
16. van der Veen MJ, Scheven BA, van Roy JL, Damen CA, Lafeber FP, Bijlsma JW. Br J Rheumatol 1996; 35: 342-9.
17. Bologna C, Edno L, Anaya J-M, et al. Arthritis Rheum 1994; 12: 1770-3.
18. Katz JN, Le Boff MS, Wade JP, Brown EM, Liang MH. Clin Res 1989; 37: 509A.
19. Carbone LD, Kaeley G, McKown KM, Cremer M, Palmieri G, Kaplan S. Calcif Tissue Int 1999; 64: 100-1.
20. Meister B, Gassner I, Streif W, Dengg K, Fink FM. Med Pediatr Onkol 1994; 23: 493-6.
21. Ecklund K, Laor T, Goorin AM, Connoly LP, Jaramillo D Radiology 1997; 202: 543-7.
22. Gnudi S, Butturini L, Ripamonti C, Avella M, Bacci G. Ital J Orthop Traumatol 1988; 14: 227-31.
23. Smeitink J, Verreussel M, Schroder C, Lippens R. Eur J Pediatr 1988; 148: 164-6.
24. De Schepper J, Hachimi-Idrissi S, Louis O, Maurus R, Otten J. Arch Dis Child 1994; 71: 346-8.
25. Burk CD, Restaino I, Kaplan BS, Meadows AT. J Pediatr 1990; 117: 331-5.
26. Skinner R, Pearson AD, Price L, Coulthard MG, Craft AW. Archives of Disease in Childhood, 1990; 65: 732-8.
27. Kother M, Schindler J, Oette K, et al. In Vivo 1992; 6: 219-21.
28. Kreuser, et al. Ann Oncol 1992; 3, suppl 4, 105-10.
29. Redman JR, Bajorunas DR, Wong G, McDermott K, Gnecco C, Schneider R, Lacher MJ, Lane JM. Am J Med 1988; 85: 65-72.
30. Holmes SJ, Whitehouse RW, Clark ST, Crowther DC, Adams JE, Shalet SM. Br J Cancer 1994; 70: 371-5.
31. Bokemeyer C, Schmoll HJ, van Rhee J, Kuczyk M, Schuppert F, Poliwoda H. Ann Hematol 1994; 68: 105-10.
32. Ratcliffe MA, Lanham SA, Reid DM, Dawson AA. Hematol Oncol 1992; 10: 181-7.
33. Bruning PF, Pit MJ, de Jong-Bakker M, van den Ende A, Hart A. Br J Cancer 1990; 61: 308-10.
34. Blamey R, Fogelman I. 24th Annual San Antonio Breast Cancer Symposium, San Antonio, 10-13.12.2001. abstr 244.
35. Saarto T; Blomqvist C; Valimaki M; Makela P, Sarna S, Elomaa I. J Clin Oncol 1997; 15: 1341-7.
36. Vehmanen L, Saarto T, Elomaa T, Mäkeiä P, Välimäki M, Blomqvist C. J Clin Oncol 2001; 37: 2373-8.
37. Leśniewski-Kmak K, Zieliński KW, Szczylik C. Breast Cancer Research and Treatment 2002; 73: 189-97.
38. Chatterjee R, Mills W, Katz M, et al. Transplant 1994; 13: 511-7.
39. Schimmer AD, Quatermain M, Imrie K. J Clin Oncol 1998; 16: 2359-63.
40. Castaneda S, Carmona L, Carvajal I, Arranz R, Diaz A, Garcia-Vadillo A. Calcif Tissue Int 1997; 60: 343-7.
41. Teinturier C, Hartmann O, Valteau-Couanet D, Benhamou E, Bougneres PF. Bone Marrow Transplant 1998; 22: 989-94.
42. Powles TJ, McCloskey E, Paterson AHG, Ashley S, Tidy A, Kanis JA. Proc Am Soc Clin Oncol 1997; 16: abstr 460.
43. Roodman GD. J Clin Oncol 2000; 19: 3562-71.
44. Van Holten-Verzantvoort AT, Hermans J, Beex LV, Blijham G, Cleton FJ, van Eck-Smit BC, Sleeboom HP, Papapoulos SE. Eur J Cancer 1996; 32A, 450-54.
45. Saarto T, Blomquist C, Virkunen P, et al. Proc Am Soc Clin Oncol 1999; 18, abstr. 48.
46. JA, Powles T, Paterson AH, McCloskey EV, Ashley S. Bone 1996; 19: 663-7.
47. Diel IJ, Kaufmann M, Costa SD, Holle R, von Minckwitz G, Solomayer EF, Kaul S, Basterd G. J Natl Cancer Inst 1996; 88: 1652-8.
48. Diel I, Solomeyer EP, Costa S, Gollan C, Goerner R, Wallwiener D, Kaufmann M, Basterd. N Engl J Med 1998; 339: 357-63.
49. Powles TJ, Paterson S, Kanis JA, et al. J Clin Oncol 2002; 20: 3219-24.
50. Young DM, Fioravanti JL, Olson HM. Tissue Res 1975; 18: 47-63.
51. Wang TM, Shih C. Acta Anat (Basel) 1986; 127: 93-9.
52. Friedlander GE, Tross RB, Doganis AC, Kirkwood MJ, Baron R. J Bone Joint Surg Am, 1984; 66: 602-7.
53. Wheeler DL, van der Griend RA, Wroński TJ, Miller GJ, Keith EE, Graves JE. Bone 1995; 16: 215-21.
54. May KP, West SG, McDermot MT, et al. Arthritis Rheum 1994; 37: 201-6.
55. Nilsson OS, Bauer HC, Brostrom LA. J Orthop Res 1990; 8: 199-204.
56. Sirotnak FM, Moccio DM. Cancer Res 1980; 40: 1230-4.
57. Kohler G, Shen V, Peck WA. Calcif Tissue Int 1984; 36: 279-84.
58.Seitz M, Zwicker M, Loetscher P. Arthritis Rheum 1998; 41: 2032-8.



ADRES DO KORESPONDENCJI

dr med. Krzysztof Leśniewski-Kmak

Klinika Onkologii

Centralny Szpital

Wojskowej Akademii Medycznej

ul. Szaserów 128

00-909 Warszawa

tel. (022) 6817 163/235

faks (022) 68610 3098

mierzeja@poczta.onet.pl