Uszkodzenie bariery krew–mózg w neurodegeneracji

Wstęp

Patogeneza chorób neurodegeneracyjnych nie jest do końca poznana, jednak przyjmuje się, że rolę odgrywają tu zarówno predyspozycje genetyczne, jak i czynniki środowiskowe, a ich współwystępowanie zwiększa stopień utraty komórek nerwowych. Do najbardziej znanych chorób z tej grupy należą choroba Alzheimera (Alzheimer’s disease – AD), choroba Parkinsona (Parkinson’s disease – PD) i choroba Huntingtona (Huntington’s disease – HD). Pomimo że różnią się one obrazem klinicznym i zmianami neuropatologicznymi, mają wiele cech wspólnych. W przypadku każdej z nich zwiększone stężenie patologicznych białek w cytoplazmie (-amyloidu [A] w AD, -synukleiny w PD, huntingtyny w HD) przyczynia się do uszkodzenia i śmierci neuronów. W wyniku tego dochodzi do procesu zapalnego, początkowo lokalnego, który w swojej kaskadzie może pogłębiać występujące uszkodzenia (ryc. 1). Proces zapalny przejawia się pobudzeniem mikrogleju i astrocytów, wytwarzaniem cytokin oraz tlenku azotu, indukcją stresu oksydacyjnego, a także napływem komórek zapalnych do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) (Clark i Kodadek 2016).
W chorobach neurodegeneracyjnych dochodzi do zmian zwyrodnieniowych w obrębie naczyń, w tym także włosowatych, co może prowadzić do uszkodzenia bariery krew–mózg (blood-brain barrier – BBB) (Drouin-Ouellet i wsp. 2015; Malek i wsp. 2016; Toledo i wsp. 2013). Na skutek patologii w obrębie naczyń wchodzących w skład BBB może dochodzić m.in. do mikrokrwawień, co obserwowano u pacjentów z AD i PD (Goos i wsp. 2009; Ham i wsp. 2014; Heringa i wsp. 2014; Olazarán i wsp. 2014; Poliakova i wsp. 2016). Wynaczynianie erytrocytów prowadzi do okołonaczyniowego nagromadzenia białek, takich jak hemosyderyna (pochodząca z hemoglobiny), które uwalniają wolne żelazo w miarę ich rozpadu, co sprzyja wytwarzaniu reaktywnych form tlenu oraz nasila toczący się już proces zapalny.
Termin „bariera krew–mózg” funkcjonuje w medycynie od 1900 r. Przez długi czas uważano, że stanowi ona szczelną granicę pomiędzy OUN a krwiobiegiem, jednak obecnie wiadomo, że BBB jest zdolna do reagowania na bodźce chemiczne pochodzące z osocza oraz do komunikowania się z komórkami układu odpornościowego. Główną częścią składową BBB jest pojedyncza warstwa wyspecjalizowanych komórek nabłonka płaskiego tworząca śród-błonek mózgowych naczyń włosowatych. Komórki te wraz z towarzyszącymi perycytami pokryte są wspólną błoną podstawną, którą pokrywają stopki astrocytarne (Zlokovic 2008). Budowę BBB przedstawiono na ryc. 2.

Śródbłonek naczyń włosowatych

Śródbłonek naczyniowy (endothelium) okreś-lany jest mianem „narządu rozproszonego”. Pełni istotne funkcje w takich procesach, jak regulacja przepływu i ciśnienia krwi, wydzielanie czynników aktywnych biologicznie, kontrola wymiany różnych substancji (odżywczych lub toksycznych) przez ścianę naczynia, angiogeneza czy reakcje zapalne i immunologiczne. Komórki śródbłonka charakteryzują się specyfiką narządową. W zależności od lokalizacji endotelium może wykazywać inną przepuszczalność, co uwarunkowane jest różnicami morfologicznymi oraz odrębnościami antygenowymi.
Śródbłonek naczyń włosowatych tworzący BBB należy do tzw. typu bezokienkowego. Gęsta sieć wysokooporowych połączeń uniemożliwia występowanie fenestracji (okienek) pomiędzy komórkami i utrudnia samorzutną wymianę związków chemicznych oraz migrację komórek pomiędzy krwią a macierzą zewnątrzkomórkową mózgu, dzięki czemu procesy te podlegają precyzyjnej regulacji. Wśród tych połączeń wyróżnia się złącza ścisłe (tight junctions – TJs) oraz połączenia przylegające (adherens junctions – AJs). Najważniejszą rolę w utrzymaniu prawidłowej struktury BBB odgrywają TJs. Składają się one z okludyny i klaudyn: -1, -3, -5 i -12, połączonych z cytoszkieletem przy udziale białek wchodzących w skład kompleksu zonula occludens: ZO-1, ZO-2 i ZO-3. Najistotniejszym białkiem z rodziny klaudyn odgrywającym rolę w utrzymaniu szczelności BBB jest klaudyna-5. Okludyna natomiast pełni funkcje regulatorowe (Zlokovic 2008).
W procesach patologicznych, którym towarzyszy uwalnianie cytokin, może dojść do zniszczenia ścisłych połączeń pomiędzy komórkami śródbłonka, a tym samym do wzrostu przepuszczalności BBB. Największe znaczenie przypisuje się wpływowi czynnika martwicy nowotworów  (tumour necrosis factor  – TNF-), który indukuje ekspresję interleukin, takich jak IL-1 i IL-6 (Farkas i wsp. 1998).
W badaniach nad AD stwierdzono, że śródbłonek naczyniowy szczurzej kory mózgowej traktowany A1-42 wykazywał spadek ekspresji okludyny oraz redystrybucję klaudyny-5 i ZO-2 do cytoplazmy komórek (Marco i Skaper 2006). W badaniach in vitro udowodniono, że oligomery A1-42 niszczą TJs poprzez hamowanie ekspresji ZO-1, klaudyny-5 i okludyny oraz poprzez indukcję ekspresji metaloproteinaz (metalloproteinase – MMP) 2 i 9 (Kook i wsp. 2012; Wan i wsp. 2015).
U myszy po ekspozycji na 1-metylo-4-fenylo-1,2,3,6-tetrahydropirydynę (MTPT), które są wykorzystywane jako tzw. toksyczny model PD, zaobserwowano spadek ekspresji ZO-1 i okludyny (Chen 2008).
U pacjentów z HD, a także na mysim modelu choroby wykazano zmniejszoną ekspresję klaudyny-5, okludyny i ZO-1 (Drouin-Ouellet i wsp. 2015). Stwierdzono, że u myszy do uszkodzenia białek TJs dochodzi w obrębie naczyń kory mózgowej i prążkowia już we wczesnym etapie HD, a także że zaburzenia te utrzymują się w trakcie choroby. Ponadto zaobserwowano, że w fazie przedobjawowej zwiększa się ekspresja mRNA kodującego ZO-1, co może świadczyć o próbie kompensowania rozwijających się patologicznych zmian strukturalnych w obrębie BBB. Ekspresja mRNA pozostałych dwóch omawianych białek tworzących TJs pozostawała na tym etapie na poziomie nieróżniącym się od grupy kontrolnej (Di Pardo i wsp. 2017).

Cząsteczki adhezyjne

Leukocyty mogą omijać śródbłonkowe połączenia międzykomórkowe i przechodzić przez ścianę włośniczek mózgowych (Wolburg i wsp. 2005). W warunkach prawidłowych warstwa śródbłonka pozostaje w spoczynku, a ekspresja cząsteczek adhezyjnych (cell adhesion molecules – CAMs) regulujących przepuszczalność naczyń i pośredniczących w przechodzeniu leukocytów do OUN pozostaje na minimalnym poziomie. Reakcje zapalne polegają na aktywacji śródbłonka, co skutkuje silnym wzrostem ekspresji cząsteczek adhezyjnych (zapoczątkowującym kaskadę adhezyjną i infiltrację leukocytów) oraz uwalnianiem cytokin w odpowiedzi na różne bodźce zewnętrzne. Dodatkowo proces zapalny w obrębie OUN stymulowany jest przez komórki glejowe.
Przedostawanie się leukocytów przez warstwę komórek endotelialnych do mózgu jest procesem kilkuetapowym i obejmuje ich toczenie się po śródbłonku oraz ścisłą adhezję przy udziale CAMs i ich ligandów. Z aktywacją endotelium są związane dwie główne klasy cząsteczek adhezyjnych: cząsteczki immunoglobulinopodobne i selektyny. Do pierwszej grupy należą cząsteczka adhezji międzykomórkowej 1 (intracellular adhesion molecule-1 – ICAM-1) oraz cząsteczka adhezji komórkowej naczyń 1 (vascular cell adhesion molecule-1 – VCAM-1). Obie cząsteczki ulegają ekspresji na komórkach śródbłonka, a ICAM-1 także na leukocytach. Cząsteczki te działają jako ligandy integryn na powierzchni leukocytów. Ligandem dla ICAM-1 jest antygen związany z funkcją limfocytów 1 (lymphocyte function-associated antigen-1 – LFA-1), a dla VCAM-1 – bardzo późny antygen 4 (very late antigen-4 – VLA-4) (Rossi i wsp. 2011). Na zwiększenie stężenia ICAM-1 i VCAM-1 ma wpływ stymulacja takimi cytokinami, jak TNF-, interferon  (IFN-) i IL-1. Selektyny są odpowiedzialne za etap toczenia się leukocytów po śródbłonku. Do tej grupy należą m.in. E-selektyna (endotelialna) występująca na powierzchni śródbłonka oraz P-selektyna (płytkowa), która dodatkowo zlokalizowana jest także w ziarnistościach  płytek krwi. Wraz ze wzrostem ekspresji CAMs część z nich ulega złuszczeniu z powierzchni aktywowanych komórek i jest uwalniana do krążenia w postaci rozpuszczalnej. Poziom uwolnionych rozpuszczalnych cząsteczek adhezyjnych koreluje z ich ekspresją na powierzchni komórki, co umożliwia pośrednią ocenę ekspresji CAMs na powierzchni komórek.
Ekspresję tych molekuł obserwowano w okolicach blaszek amyloidowych u pacjentów z AD oraz w mysich modelach choroby. W badaniach na transgenicznych mysich modelach AD stwierdzono podwyższoną ekspresję VCAM-1, ICAM-1, E-selektyny i P-selektyny (Zenaro i wsp. 2015). Podobne wyniki świadczące o toczącym się procesie zapalnym w obrębie naczyń uzyskano u pacjentów z AD, ze względu m.in. na większe stężenia rozpuszczalnych form VCAM-1, ICAM-1, E-selektyny i P-selektyny w porównaniu z dopasowanymi wiekowo grupami kontrolnymi (Huang i wsp. 2015; Järemo i wsp. 2013; Nielsen i wsp. 2007; Rentzos i wsp. 2005; Zuliani i wsp. 2008). Co więcej, stężenie rozpuszczalnej VCAM-1 u pacjentów korelowało ze stopniem zaawansowania choroby i zmianami w badaniu rezonansem magnetycznym (magnetic resonance imaging – MRI), przez co powstała hipoteza, że cząsteczka ta mogłaby znaleźć zastosowanie jako potencjalny marker spadku zdolności poznawczych, a co za tym idzie – jako negatywny czynnik prognostyczny w przebiegu AD (Huang i wsp. 2015). Ponadto we wspomnianych modelach zwierzęcych zaobserwowano ekspresję cząsteczek adhezyjnych nie tylko we wczesnej fazie choroby, lecz także u starszych zwierząt, co wskazuje na ciągłą rolę patogenną zapalenia naczyń (Zenaro i wsp. 2015).
Poziom ekspresji ICAM-1 wzrasta także na komórkach endotelium i występuje na mikrogleju w uszkodzonych regionach mózgu w modelu doświadczalnym PD (Kurkowska-Jastrzębska i wsp. 1999).

Śródbłonkowe układy transportowe

Proces patologiczny w obrębie naczyń w chorobach neurodegeneracyjnych prowadzi do słabszego transportu substancji energetycznych i odżywczych przez BBB oraz ogranicza oczyszczanie mózgu z potencjalnych neurotoksyn.
Ponieważ mózg jest narządem o szczególnym zapotrzebowaniu energetycznym, zaburzenia dotyczące transportu glukozy przez BBB niosą za sobą negatywne konsekwencje dla funkcjonowania neuronów. Najważniejszym białkiem odpowiedzialnym za transport glukozy i innych heksoz z krwi do OUN jest niezależny od insuliny transporter glukozy typu 1 (glucose transporter 1 – GLUT1) (Zlokovic 2008).
U pacjentów z AD, a także na mysim modelu choroby obserwuje się obniżoną ekspresję GLUT1 (Hooijmans i wsp. 2007; Kalaria i Harik 1989; Merlini i wsp. 2011; Mooradian i wsp. 1997; Simpson i wsp. 1994). U myszy zauważono, że niedobór GLUT1 w komórkach śródbłonka skutkuje redukcją stężenia białek TJs i uszkodzeniem BBB (Winkler i wsp. 2015). Badania wykorzystujące pozytonową tomografię emisyjną z fluorodeoksyglukozą (fluorodeoxyglucose positron emission tomography – FDG-PET) pozwoliły natomiast zaobserwować zmniejszony wychwyt glukozy u pacjentów z łagodnymi zaburzeniami poznawczymi (mild cognitive impairment – MCI), przez co pojawiła się hipoteza, że mogą one poprzedzać procesy neurodegeneracyjne, a FDG-PET może znaleźć zastosowanie w diagnostyce AD przed wystąpieniem objawów klinicznych. U pacjentów z AD również obserwuje się te zmiany i są one bardziej nasilone (Hunt i wsp. 2007). W innych zaburzeniach neurodegeneracyjnych rola transportu glukozy nie została jeszcze dokładanie poznana i wymaga dalszych badań. Dotychczas osłabioną ekspresję GLUT1 stwierdzono w naczyniach w obrębie prążkowia u myszy po ekspozycji na MTPT (Sarkar i wsp. 2014).
Niedostateczna podaż związków energetycznych oraz dysfunkcja mitochondriów w przebiegu AD skutkuje niedostateczną produkcją ATP, co upośledza czynność białek transportowych zależnych od niego, np. pompy sodowo-potasowej, pompy wapniowej czy transporterów z rodziny białek ABC, takich jak glikoproteina P (P-gp) (Di Marco i wsp. 2015).
W AD systemy przenośnikowe uczestniczą także w aktywnym transporcie peptydów A przez BBB. W procesie tym biorą udział głównie dwa białka charakteryzujące się przeciwstawnym działaniem: 1) LRP1 (low density lipoprotein receptor-related protein 1) uczestniczący w usuwaniu A z OUN oraz 2) receptor dla końcowych produktów zaawansowanej glikacji (receptor for advanced glycation end products – RAGE) odpowiedzialny za dostarczanie A do mózgu. Stan, w którym aktywność RAGE przewyższa aktywność LRP1, sprzyja akumulacji A w mózgu (Zlokovic 2008). Badania in vitro wykazały, że oligomery A mogą bezpośrednio zwiększać ekspresję RAGE, a ich wiązanie z receptorem powoduje aktywację śródbłonka, indukuje powstawanie wolnych rodników oraz wyzwala liczne szlaki sygnalizacyjne (Wan i wsp. 2015). Przykładem może być zwiększenie stężenia MMP-2 oraz spadek ekspresji P-gp, która podobnie jak LRP1 odpowiada za usuwanie A z OUN (Du i wsp. 2012; Park i wsp. 2014). W mysim modelu AD obserwuje się osłabienie ekspresji P-gp w sąsiedztwie płytek starczych (Park i wsp. 2014). U myszy z nokautem w genach mdr1a i mdr1b kodujących P-gp obserwowano osłabioną zdolność do usuwania A z OUN, a także zmniejszenie stężenia LRP1 w kapilarach mózgowych (Cirrito i wsp. 2005). Interakcje pomiędzy A a RAGE przyczyniają się do obumierania neuronów zarówno bezpośrednio poprzez indukcję stresu oksydacyjnego, jak i pośrednio poprzez aktywację mikrogleju (Yan i wsp. 1996). Hamowanie tych oddziaływań ogranicza toczący się proces zapalny i napływ A oraz stabilizuje BBB, dlatego też rozważa się rolę inhibitorów RAGE jako potencjalnych opcji terapeutycznych w AD (Deane i wsp. 2003).
Nie jest obecnie jasne, czy nieprawidłowe usuwanie białek innych niż A (tau w AD, -synukleiny w PD i/lub huntingtyny w HD) również sprzyja ich akumulacji w mózgu. Dotychczasowe badania doświadczalne sugerują, że -synukleina jest transportowana do i z mózgu przez BBB jako wolny peptyd (Sui i wsp. 2014). Obecność patologicznej huntingtyny stwierdzono natomiast w monocytach obwodowych (Weiss i wsp. 2012), przez co rozważa się możliwość, że białko to dostarczane jest do OUN przez komórki pochodzące z krwi obwodowej (Drouin-Ouellet i wsp. 2015).
Glikoproteina P odpowiada za usuwanie nie tylko A, lecz także ksenobiotyków. Jedna z hipotez dotycząca PD w patogenezie choroby uwzględnia rolę wadliwej eliminacji toksyn z OUN. Uważa się, że dysfunkcja transportu z udziałem P-gp prowadzi do gromadzenia czynników szkodliwych w mózgu. U pacjentów z PD wraz z postępem choroby dochodzi do stopniowego osłabienia funkcji P-gp w śródmózgowiu, co stwierdzono w badaniu PET z [11C]-werapamilem (Kortekaas i wsp. 2005). Znaczenie tej glikoproteiny w PD wykazano także w badaniach polimorfizmu genu MDR1 w chińskiej populacji, w których stwierdzono, że niektóre polimorfizmy mogą mieć działanie ochronne i zmniejszać ryzyko wystąpienia choroby (Lee i wsp. 2004). W innych doświadczeniach udowodniono, że mutacja w genie MDR1 może predysponować do wystąpienia fenotypu PD (Droździk i wsp. 2003).
W HD obserwowano z kolei wzrost ekspresji P-gp w kapilarach prążkowia i kory mózgowej zarówno w modelu zwierzęcym, jak i u ludzi. Ponadto stwierdzono związek pomiędzy wzrostem aktywności P-gp w korze mózgowej a stopniem zaawansowania choroby (Kao i wsp. 2016).

Błona podstawna

Błona podstawna jest podłożem dla komórek endotelium, stabilizuje je, co sprzyja formowaniu TJs pomiędzy nimi. Zbudowana jest m.in. z kolagenu typu IV i glikoprotein, takich jak fibronektyna czy laminina-4 i laminina-5.
W patogenezie chorób związanych z uszkodzeniem BBB biorą udział metaloproteinazy, enzymy uczestniczące m.in. w degradacji białek błon podstawnych i macierzy zewnątrzkomórkowej. Aktywność MMP-2, MMP-3 i MMP-9 przyczynia się do uszkodzenia BBB poprzez rozkład białek błony podstawnej oraz białek TJs (Qiu i wsp. 2011; Zhang i wsp. 2012).
U pacjentów z AD zaobserwowano, że błona podstawna staje się cieńsza i że w jej obrębie dochodzi do powstawania nieciągłości (Farrall i Wardlaw 2009; Zipser i wsp. 2007). W badaniach z wykorzystaniem hodowli komórek śródbłonka potraktowanych A1-42 stwierdzono wzrost ekspresji MMP-2 i MMP-9 (Wan i wsp. 2015). U osób z AD stwierdzono wzrost stężenia MMP-3 i MMP-9 oraz spadek stężenia inhibitora metaloproteinaz TIMP1 (tissue inhibitor of metalloproteinases 1) w płynie mózgowo-rdzeniowym. Wzrost współczynnika MMP-9/TIMP1 dodatkowo korelował z poziomem całkowitym białka tau (Stomrud i wsp. 2010). Wzrost ekspresji MMP-9 obserwowano także w zwierzęcych modelach PD i HD (Annese i wsp. 2014; Duran-Vilaregut i wsp. 2011).
Uważa się, że istotną rolę w przebiegu AD odgrywa kolagen XVIII, który fizjologicznie występuje w błonie podstawnej w niewielkiej ilości, jednak A wpływa na nasilenie jego syntezy przez endotelium, neurony i komórki gleju. Białko to uczestniczy m.in. w tworzeniu płytek starczych, angiogenezie i apoptozie komórek śródbłonka (Walski i Frontczak-Baniewicz 2005).

Perycyty

Perycyty są uważane za multipotencjalne komórki macierzyste współtworzące ściany naczyń krwionośnych włosowatych oraz przed- i pozawłosowatych, skupiające się głównie w obrębie połączeń między komórkami śródbłonka. Perycyty przylegające do naczyń wchodzących w skład BBB pełnią wiele funkcji zarówno w procesach fizjologicznych, jak i patologicznych. Wspomagają one utrzymanie integralności BBB poprzez stabilizację strukturalną. Odpowiadają za utrzymanie homeostazy oraz stanu spoczynkowego endotelium. Poprzez skurcze komórkowe i relaksację regulują napięcie naczyń krwionośnych, a tym samym przepływ krwi przez włośniczki mózgowe. Ponadto ze względu na lokalizację perycytów w bezpośrednim sąsiedztwie komórek śródbłonka postuluje się, że silne oddziaływanie pomiędzy nimi może odgrywać rolę w procesach aktywacji szlaków sygnałowych. Znaczenie perycytów w dysfunkcji nerwowo-naczyniowej nie jest do końca poznane i wymaga dalszych badań. Wiadomo jednak, że komórki te uczestniczą w odpowiedzi immunologicznej mózgu i mają wpływ na regulację napływu leukocytów do OUN. Perycyty w odpowiedzi na takie czynniki, jak np. TNF- mogą przybierać fenotyp prozapalny charakteryzujący się m.in. zwiększeniem stężenia ICAM-1, chemokin CXCL1 i CXCL8 oraz IL-6, a także przyczyniać się do nasilenia migracji leukocytów (Stark i wsp. 2013). W badaniach eksperymentalnych na myszach z niedoborem perycytów stwierdzono upośledzenie mikrokrążenia mózgowego i uszkodzenie BBB prowadzące do neurodegeneracji oraz zaburzeń poznawczych (Bell i wsp. 2010).
U pacjentów z MCI odnotowano korelację pomiędzy stopniem uszkodzenia perycytów a zwiększoną przepuszczalnością BBB w niektórych regionach hipokampa. Ponadto badania płynu mózgowo-rdzeniowego osób z MCI wykazały podwyższone stężenie rozpuszczalnego receptora płytkopochodnego czynnika wzrostu  (soluble platelet-derived growth factor receptor  – sPDGFR), będącego jednym z biomarkerów uszkodzenia perycytów (Montagne i wsp. 2015). U pacjentów z AD stwierdza się znaczną utratę perycytów w korze mózgowej i hipokampie, która koreluje ze stopniem uszkodzenia BBB (Sengillo i wsp. 2013). Halliday i wsp. zaobserwowali, że ekspresja APOE4 (głównego genetycznego czynnika ryzyka dla AD), ale nie APOE3, może prowadzić do utraty perycytów w AD (Halliday i wsp. 2016).
Badania dotyczące perycytów w HD nie doprowadziły na razie badaczy do konsensusu. Drouin-Ouellet i wsp. nie stwierdzili zmniejszonej liczby perycytów w mysim modelu choroby (Drouin-Ouellet i wsp. 2015). Z kolei w badaniu Hsaio i wsp. zaobserwowano redukcję liczby perycytów zarówno u myszy R6/2, jak i w ludzkim mózgu. W dalszych badaniach Hsiao i wsp. postawili i potwierdzili hipotezę, że to astrocyty są jednym z czynników odpowiedzialnych za ubytek perycytów w HD (Hsiao i wsp. 2015).

Astrocyty

Astrocyty stanowią największą frakcję gleju w OUN. Stopki astrocytarne tworzą glejową błonę okołonaczyniową uszczelniającą BBB, a także umożliwiającą komunikację pomiędzy astrocytami a śródbłonkiem włośniczek mózgowych i perycytami. Komórki te pełnią wiele istotnych funkcji:
• wpływają na homeostazę glutaminianu, bilans wodny i równowagę jonową,
• regulują przewodnictwo synaptyczne,
• regulują przepuszczalność BBB, m.in. poprzez utrzymywanie szczelności TJs,
• wpływają na poziom ekspresji oraz lokalizację białek transportowych śródbłonka, takich jak P-gp czy GLUT1,
• uczestniczą w procesach zapalnych poprzez produkcję cytokin,
• mogą wydzielać substancje zarówno neuroprotekcyjne, m.in. czynnik wzrostu nerwów (nerve growth factor – NGF), czynnik wzrostu fibroblastów (fibroblast growth factor – FGF), jak i potencjalnie toksyczne dla komórek nerwowych,
• w przypadku długotrwałych stanów zapalnych mają zdolność do prezentowania antygenów,
• wypełniają ubytki po obumarłych neuronach.
Reaktywna astroglejoza jest główną reakcją astrocytów na uszkodzenia mózgu, takie jak infekcje, procesy zapalne, urazy, niedokrwienie i choroby neurodegeneracyjne. Właściwości immunologiczne astrocytów są nadal przedmiotem dyskusji, jednak wydaje się, że ich udział w rozwoju procesów neurozwyrodnieniowych jest wynikiem utraty ich zdolności ochronnych, jak również wydzielania czynników potencjalnie toksycznych dla komórek (Zlokovic 2008).
W chorobach neurodegeneracyjnych, w tym w AD, PD i HD, może dochodzić do akumulacji patologicznych białek nie tylko w neuronach, lecz także w astrocytach (Braidy i wsp. 2013; Nagele i wsp. 2003; Shin i wsp. 2005). Uważa się, że -synukleina jest egzogennym stymulatorem astrocytów. Stwierdzono, że niefibrylarna -synukleina odkłada się w cytoplazmie astrocytów protoplazmatycznych (ale nie włóknistych) we wczesnej fazie PD (Song i wsp. 2009). Sugeruje się, że gromadzenie tego białka prowadzi do zaburzenia funkcji astrocytów, takich jak wychwyt glutaminianu, oraz do naruszenia integralności BBB (Gu i wsp. 2010). Ponadto w badaniach nad HD wykazano, że równoczesna ekspresja patologicznej huntingtyny w astrocytach i neuronach u myszy skutkuje bardziej nasilonymi objawami neurologicznymi w porównaniu z jej ekspresją w samych neuronach (Bradford i wsp. 2010).
W przebiegu AD i PD w badaniach immunohistochemicznych na powierzchni niektórych astrocytów zaobserwowano obecność ICAM-1. Lokalizacja reaktywnych astrocytów ICAM-1-pozytywnych była związana z obszarami ciężkiej utraty neuronalnej w istocie czarnej w PD (Miklossy i wsp. 2006). W AD niektóre z reaktywnych astrocytów występujących w sąsiedztwie płytek amyloidowych charakteryzowały się obecnością ICAM-1 (Akiyama i wsp. 1993).
Badania wykazują, że rozpuszczalne czynniki uwalniane przez astrocyty, takie jak cytokiny czy chemokiny, mogą sprzyjać napływowi leukocytów do OUN (Choi i wsp. 2014). W płynie mózgowo-rdzeniowym pacjentów z MCI i AD zaobserwowano na przykład wyższe niż w grupie kontrolnej stężenia IL-8, która jest silnym chemoatraktantem dla neutrofilów (Galimberti i wsp. 2006).
Stany zapalne są jedną z przyczyn spadku poziomu kanałów potasowych Kir4.1 na powierzchni astrocytów. W wyniku tego nieusunięte jony potasu występują w nadmiarze w przestrzeni pozakomórkowej, powodują nadpobudliwość neuronów i ostatecznie przyczyniają się do ich obumierania. Tego typu zaburzenia obserwuje się m.in. w chorobach neurodegeneracyjnych, takich jak AD i HD (Wilcock i wsp. 2009; Tong i wsp. 2014).

Podsumowanie

Bariera krew–mózg odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy OUN. Jej prawidłowe funkcjonowanie zależy od ścisłej i prawidłowej współpracy pomiędzy jej poszczególnymi elementami. Niezwykle ważne jest więc dokładniejsze poznanie mechanizmów prowadzących do jej uszkodzenia w chorobach neurodegeneracyjnych oraz ustalenie, w jaki sposób wpływają one na przebieg tych schorzeń. Obecnie badacze rozważają wykorzystanie parametrów zapalnych i śródbłonkowych jako markerów umożliwiających przyżyciowe postawienie diagnozy i/lub określenie rokowania. Ponadto pogłębienie wiedzy w tym obszarze może się przyczynić do odnalezienia nowych potencjalnych celów terapeutycznych, które nawet jeśli nie umożliwią całkowitego wyleczenia, to mogą pozwolić na złagodzenie i opóźnienie rozwoju objawów klinicznych.

Piśmiennictwo

1. Akiyama H, Kawamata T, Yamada T i wsp. Expression of intercellular adhesion molecule (ICAM)-1 by a subset of astrocytes in Alzheimer disease and some other degenerative neurological disorders. Acta Neuropathol 1993; 85: 628-634.
2. Annese V, Herrero MT, Di Pentima M i wsp. Metalloproteinase 9 contributes to inflammatory glia activation and nigro-striatal pathway degeneration in both mouse and monkey models of 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6 tetrahydropyridine (MPTP)-induced Parkinsonism. Brain Struct Funct 2015; 220: 703-727.
3. Bell RD, Winkler EA, Sagare AP i wsp. Pericytes control key neurovascular functions and neuronal phenotype in the adult brain and during brain aging. Neuron 2010; 68: 409-427.
4. Bradford J, Shin JY, Roberts M i wsp. Mutant huntingtin in glial cells exacerbates neurological symptoms of Huntington disease mice. J Biol Chem 2010; 285: 10653-10661.
5. Braidy N, Gai WP, Xu YH i wsp. Uptake and mitochondrial dysfunction of alpha-synuclein in human astrocytes, cortical neurons and fibroblasts. Transl Neurodegener 2013; 2: 20.
6. Chen X, Lan X, Roche I i wsp. Caffeine protects against MPTP-induced blood-brain barrier dysfunction in mouse striatum. J Neurochem 2008; 107: 1147-1157.
7. Choi SS, Lee HJ, Lim I i wsp. Human astrocytes: secretome profiles of cytokines and chemokines. PLoS One 2014; 9: e92325.
8. Cirrito JR, Deane R, Fagan AM i wsp. P-glycoprotein deficiency at the blood-brain barrier increases amyloid-beta deposition in an Alzheimer disease mouse model. J Clin Invest 2005; 115: 3285-3290.
9. Clark LF, Kodadek T. The immune system and neuroinflammation as potential sources of blood-based biomarkers for Alzheimer’s disease, Parkinson’s disease, and Huntington’s disease. ACS Chem Neurosci 2016; 7: 520-527.
10. Deane R, Du Yan S, Submamaryan RK i wsp. RAGE mediates amyloid-beta peptide transport across the blood-brain barrier and accumulation in brain. Nat Med 2003; 9: 907-913.
11. Di Marco LY, Venneri A, Farkas E i wsp. Vascular dysfunction in the pathogenesis of Alzheimer’s disease – a review of endothelium-mediated mechanisms and ensuing vicious circles. Neurobiol Dis 2015; 82: 593-606.
12. Di Pardo A, Amico E, Scalabrì F i wsp. Impairment of blood-brain barrier is an early event in R6/2 mouse model of Huntington Disease. Sci Rep 2017; 7: 41316.
13. Drouin-Ouellet J, Sawiak SJ, Cisbani G i wsp. Cerebrovascular and blood-brain barrier impairments in Huntington’s disease: Potential implications for its pathophysiology. Ann Neurol 2015; 78: 160-177.
14. Droździk M, Białecka M, Myśliwiec K i wsp. Polymorphism in the P-glycoprotein drug transporter MDR1 gene: a possible link between environmental and genetic factors in Parkinson’s disease. Pharmacogenetics 2003; 13: 259-263.
15. Du H, Li P, Wang J i wsp. The interaction of amyloid  and the receptor for advanced glycation endproducts induces matrix metalloproteinase-2 expression in brain endothelial cells. Cell Mol Neurobiol 2012; 32: 141-147.
16. Duran-Vilaregut J, del Valle J, Manich G i wsp. Role of matrix metalloproteinase-9 (MMP-9) in striatal blood-brain barrier disruption in a 3-nitropropionic acid model of Huntington’s disease. Neuropathol Appl Neurobiol 2011; 37: 525-537.
17. Farkas G, Márton J, Nagy Z i wsp. Experimental acute pancreatitis results in increased blood-brain barrier permeability in the rat: a potential role for tumor necrosis factor and interleukin 6. Neurosci Lett 1998; 242: 147-150.
18. Farrall AJ, Wardlaw JM. Blood-brain barrier: ageing and microvascular disease – systematic review and meta- analysis. Neurobiol Aging 2009; 30: 337-352.
19. Galimberti D, Schoonenboom N, Scheltens P i wsp. Intrathecal chemokine synthesis in mild cognitive impairment and Alzheimer disease. Arch Neurol 2006; 63: 538-543.
20. Goos JD, Kester MI, Barkhof F i wsp. Patients with Alzheimer disease with multiple microbleeds: relation with cerebrospinal fluid biomarkers and cognition. Stroke 2009; 40: 3455-3460.
21. Gu XL, Long CX, Sun L i wsp. Astrocytic expression of Parkinson’s disease-related A53T alpha-synuclein causes neurodegeneration in mice. Mol Brain 2010; 3: 12.
22. Halliday MR, Rege SV, Ma Q i wsp. Accelerated pericyte degeneration and blood-brain barrier breakdown in apolipoprotein E4 carriers with Alzheimer’s disease. J Cereb Blood Flow Metab 2016; 36: 216-227.
23. Ham JH, Yi H, Sunwoo MK i wsp. Cerebral microbleeds in patients with Parkinson’s disease. J Neurol 2014; 261: 1628-1635.
24. Heringa SM, Reijmer YD, Leemans A i wsp. Multiple microbleeds are related to cerebral network disruptions in patients with early Alzheimer’s disease. J Alzheimers Dis 2014; 38: 211-221.
25. Hooijmans CR, Graven C, Dederen PJ i wsp. Amyloid beta deposition is related to decreased glucose transporter-1 levels and hippocampal atrophy in brains of aged APP/PS1 mice. Brain Res 2007; 1181: 93-103.
26. Hsiao HY, Chen YC, Huang CH i wsp. Aberrant astrocytes impair vascular reactivity in Huntington disease. Ann Neurol 2015; 78: 178-192.
27. Huang CW, Tsai MH, Chen NC i wsp. Clinical significance of circulating vascular cell adhesion molecule-1 to white matter disintegrity in Alzheimer’s dementia. Thromb Haemost 2015; 114: 1230-1240.
28. Hunt A, Schönknecht P, Henze M i wsp. Reduced cerebral glucose metabolism in patients at risk for Alzheimer’s disease. Psychiatry Res 2007; 155: 147-154.
29. Järemo P, Milovanovic M, Buller C i wsp. P-selectin paradox and dementia of the Alzheimer type: circulating P-selectin is increased but platelet-bound P-selectin after agonist provocation is compromised. Scand J Clin Lab Invest 2013; 73: 170-174.
30. Kalaria RN, Harik SI. Reduced glucose transporter at the blood-brain barrier and in cerebral cortex in Alzheimer disease. J Neurochem 1989; 53: 1083-1088.
31. Kao YH, Chern Y, Yang HT i wsp. Regulation of P-glycoprotein expression in brain capillaries in Huntington’s disease and its impact on brain availability of antipsychotic agents risperidone and paliperidone. J Cereb Blood Flow Metab 2016; 36: 1412-1423.
32. Kook SY, Hong HS, Moon M i wsp. A1-42-RAGE interaction disrupts tight junctions of the blood-brain barrier via Ca²+-calcineurin signaling. J Neurosci 2012; 32: 8845-8854.
33. Kortekaas R, Leenders KL, van Oostrom JC i wsp. Blood-brain barrier dysfunction in parkinsonian midbrain in vivo. Ann Neurol 2005; 57: 176-179.
34. Kurkowska-Jastrzębska I, Wrońska A, Kohutnicka M i wsp. The inflammatory reaction following 1-methyl-4-phenyl-1,2,3, 6-tetrahydropyridine intoxication in mouse. Exp Neurol 1999; 156: 50-61.
35. Lee CG, Tang K, Cheung YB i wsp. MDR1, the blood-brain barrier transporter, is associated with Parkinson’s disease in ethnic Chinese. J Med Genet 2004; 41: e60.
36. Malek N, Lawton MA, Swallow DM i wsp. Vascular disease and vascular risk factors in relation to motor features and cognition in early Parkinson’s disease. Mov Disord 2016; 31: 1518-1526.
37. Marco S, Skaper SD. Amyloid beta-peptide1-42 alters tight junction protein distribution and expression in brain microvessel endothelial cells. Neurosci Lett 2006; 401: 219-224.
38. Merlini M, Meyer EP, Ulmann-Schuler A i wsp. Vascular -amyloid and early astrocyte alterations impair cerebrovascular function and cerebral metabolism in transgenic arcA mice. Acta Neuropathol 2011; 122: 293-311.
39. Miklossy J, Doudet DD, Schwab C i wsp. Role of ICAM-1 in persisting inflammation in Parkinson disease and MPTP monkeys. Exp Neurol 2006; 197: 275-283.
40. Montagne A, Barnes SR, Sweeney MD i wsp. Blood-brain barrier breakdown in the aging human hippocampus. Neuron 2015; 85: 296-302.
41. Mooradian AD, Chung HC, Sha GN. GLUT-1 expression in the cerebra of patients with Alzheimer’s disease. Neurobiol Aging 1997; 18: 469-474.
42. Nagele RG, D’Andrea MR, Lee H i wsp. Astrocytes accumulate A beta 42 and give rise to astrocytic amyloid plaques in Alzheimer disease brains. Brain Res 2003; 971: 197-209.
43. Nielsen HM, Londos E, Minthon L i wsp. Soluble adhesion molecules and angiotensin-converting enzyme in dementia. Neurobiol Dis 2007; 26: 27-35.
44. Olazarán J, Ramos A, Boyano I i wsp. Pattern of and risk factors for brain microbleeds in neurodegenerative dementia. Am J Alzheimers Dis Other Demen 2014; 29: 263-269.
45. Park L, Kook SY, Park JC i wsp. A1-42 reduces P-glycoprotein in the blood-brain barrier through RAGE-NF-B signaling. Cell Death Dis 2014; 5: e1299.
46. Poliakova T, Levin O, Arablinskiy A i wsp. Cerebral microbleeds in early Alzheimer’s disease. J Neurol 2016; 263: 1961-1968.
47. Qiu LB, Zhou Y, Wang Q i wsp. Synthetic gelatinases inhibitor attenuates electromagnetic pulse-induced blood-brain barrier disruption by inhibiting gelatinases-mediated ZO-1 degradation in rats. Toxicology 2011; 285: 31-38.
48. Rentzos M, Michalopoulou M, Nikolaou C i wsp. The role of soluble intercellular adhesion molecules in neurodegenerative disorders. J Neurol Sci 2005; 228: 129-135.
49. Rossi B, Angiari S, Zenaro E i wsp. Vascular inflammation in central nervous system diseases: adhesion receptors controlling leukocyte-endothelial interactions. J Leukoc Biol 2011; 89: 539-556.
50. Sarkar S, Chigurupati S, Raymick J i wsp. Neuroprotective effect of the chemical chaperone, trehalose in a chronic MPTP-induced Parkinson’s disease mouse model. Neurotoxicology 2014; 44: 250-262.
51. Sengillo JD, Winkler EA, Walker CT i wsp. Deficiency in mural vascular cells coincides with blood-brain barrier disruption in Alzheimer’s disease. Brain Pathol 2013; 23: 303-310.
52. Shin JY, Fang ZH, Yu ZX i wsp. Expression of mutant huntingtin in glial cells contributes to neuronal excitotoxicity. J Cell Biol 2005; 171: 1001-1012.
53. Simpson IA, Chundu KR, Davies-Hill T i wsp. Decreased concentrations of GLUT1 and GLUT3 glucose transporters in the brains of patients with Alzheimer’s disease. Ann Neurol 1994; 35: 546-551.
54. Song YJ, Halliday GM, Holton JL i wsp. Degeneration in different parkinsonian syndromes relates to astrocyte type and astrocyte protein expression. J Neuropathol Exp Neurol 2009; 68: 1073-1083.
55. Stark K, Eckart A, Haidari S i wsp. Capillary and arteriolar pericytes attract innate leukocytes exiting through venules and ‘instruct’ them with pattern-recognition and motility programs. Nat Immunol 2013; 14: 41-51.
56. Stomrud E, Björkqvist M, Janciauskiene S i wsp. Alterations of matrix metalloproteinases in the healthy elderly with increased risk of prodromal Alzheimer’s disease. Alzheimers Res Ther 2010; 2: 20.
57. Sui YT, Bullock KM, Erickson MA i wsp. Alpha synuclein is transported into and out of the brain by the blood-brain barrier. Peptides 2014; 62: 197-202.
58. Toledo JB, Arnold SE, Raible K i wsp. Contribution of cerebrovascular disease in autopsy confirmed neurodegenerative disease cases in the National Alzheimer’s Coordinating Centre. Brain 2013; 136: 2697-2706.
59. Tong X, Ao Y, Faas GC i wsp. Astrocyte Kir4.1 ion channel deficits contribute to neuronal dysfunction in Huntington’s disease model mice. Nat Neurosci 2014; 17: 694-703.
60. Walski M, Frontczak-Baniewicz M. Neurodegeneracja w chorobie Alzheimera: postępujące starzenie organizmu czy zmiany na poziomie kodu genetycznego? Gerontol Pol 2005; 13: 94-98.
61. Wan W, Cao L, Liu L i wsp. A(1-42) oligomer-induced leakage in an in vitro blood-brain barrier model is associated with up-regulation of RAGE and metalloproteinases, and down-regulation of tight junction scaffold proteins. J Neurochem 2015; 134: 382-393.
62. Weiss A, Träger U, Wild EJ i wsp. Mutant huntingtin fragmentation in immune cells tracks Huntington’s disease progression. J Clin Invest 2012; 122: 3731-3736.
63. Wilcock DM, Vitek MP, Colton CA. Vascular amyloid alters astrocytic water and potassium channels in mouse models and humans with Alzheimer’s disease. Neuroscience 2009; 159: 1055-1069.
64. Winkler EA, Nishida Y, Sagare AP i wsp. GLUT1 reductions exacerbate Alzheimer’s disease vasculo-neuronal dysfunction and degeneration. Nat Neurosci 2015; 18: 521-530.
65. Wolburg H, Wolburg-Buchholz K, Engelhardt B. Diapedesis of mononuclear cells across cerebral venules during experimental autoimmune encephalomyelitis leaves tight junctions intact. Acta Neuropathol 2005; 109: 181-190.
66. Yan SD, Chen X, Fu J i wsp. RAGE and amyloid-beta peptide neurotoxicity in Alzheimer’s disease. Nature 1996; 382: 685-691.
67. Zenaro E, Pietronigro E, Della Bianca V i wsp. Neutrophils promote Alzheimer’s disease-like pathology and cognitive decline via LFA-1 integrin. Nat Med 2015; 21: 880-886.
68. Zhang YM, Zhou Y, Qiu LB i wsp. Altered expression of matrix metalloproteinases and tight junction proteins in rats following PEMF-induced BBB permeability change. Biomed Environ Sci 2012; 25: 197-202.
69. Zipser BD, Johanson CE, Gonzalez L i wsp. Microvascular injury and blood-brain barrier leakage in Alzheimer’s disease. Neurobiol Aging 2007; 28: 977-986.
70. Zlokovic BV. The blood-brain barrier in health and chronic neurodegenerative disorders. Neuron 2008; 57: 178-201.
71. Zuliani G, Cavalieri M, Galvani M i wsp. Markers of endothelial dysfunction in older subjects with late onset Alzheimer’s disease or vascular dementia. J Neurol Sci 2008; 272: 164-170.