Wybrane aspekty oogenezy i folikulogenezy

Wstęp

Proces oogenezy oraz folikulogenezy rozpoczyna się bardzo wcześnie w życiu płodowym i jest kontynuowany do zakończenia okresu rozrodczego. Najwięcej oocytów, około 6 milionów, znajduje się w jajnikach płodu żeńskiego w szóstym miesiącu ciąży. Następnie, w miarę upływu czasu, liczba oocytów w jajnikach się zmniejsza i u noworodka wynosi około 2 milionów, a u dziewczynki w okresie pokwitania już tylko około 400 tysięcy. Ze względu na średnią liczbę cykli w ciągu całego życia kobiety dojrzewanie zakończy jedynie około 400 oocytów.

Proces selekcji komórki jajowej, która ma dojrzeć w danym cyklu, rozpoczyna się około 6 miesięcy przed owulacją. Z blisko tysiąca komórek jajowych rozpoczynających wzrost jedynie około 30 dotrwa do fazy gonadotropowozależnej. Spośród nich tylko jedna dojrzeje i będzie się nadawać do zapłodnienia. Tak znacząca selekcja komórek rozrodczych podczas wzrostu i dojrzewania ma na celu wybór oocytu o jak największym potencjale rozrodczym, zapewniającym największe szanse na uzyskanie potomstwa.

Zaburzenia procesu folikulogenezy mogą powodować niepłodność, zespół policystycznych jajników, przedwczesne wygasanie czynności jajników, a także procesy nowotworowe. W celu opracowania lepszych metod diagnostyki i terapii powyższych schorzeń istotne jest zrozumienie mechanizmów odpowiedzialnych za wzrost i dojrzewanie komórek jajowych.

Wczesna folikulogenza

Około 24. dnia życia płodowego komórki germinalne, zwane też pierwotnymi komórkami płciowymi, formują się poza zawiązkami gonad, w ścianie pęcherzyka żółtkowego. Około 5. tygodnia komórki te migrują do listw gonadalnych, a ich wędrówka jest sterowana przez cytokiny, z których udział transformującego czynnika wzrostu  (tumor growth factor  – TGF-) oraz czynnika wzrostowego komórek pnia (KIT ligand) jest najlepiej udokumentowany [1]. Po dotarciu do pierwotnej gonady komórki te podlegają szeregowi podziałów mitotycznych i przekształcają się w oogonia. Do końca pierwszego trymestru ciąży wszystkie oogonia wchodzą w profazę pierwszego podziału mejotycznego i przekształcają się w oocyty I rzędu. Od 22. tygodnia życia płodowego oocyty otaczają się pojedynczą warstwą spłaszczonych komórek i tworzą pierwotne pęcherzyki jajnikowe. Lokalizują się one w części korowej jajnika. Na tym etapie rozwoju pęcherzyki pierwotne mają średnicę około 15 µm i nie podlegają dalszym podziałom, nie są aktywne hormonalnie ani nie zawierają receptorów dla gonadotropin. Dojrzewanie jądra komórkowego oocytu zatrzymuje się w stadium diplotenu pierwszego podziału mejotycznego. Wznowienie podziału mejotycznego następuje dopiero 36 godzin przed owulacją lub w procesie „przedwczesnego dojrzewania”, w czasie atrezji pęcherzyka. Przypuszcza się, że za hamowanie przedwczesnego dojrzewania komórki jajowej odpowiada substancja pochodzenia jajnikowego zwana inhibitorem dojrzewania oocytu [2]. Obecnie najbardziej prawdopodobna wydaje się koncepcja, że czynnikiem tym jest cykliczny adenozynomonofosforan (cAMP), a takie substancje, jak nukleotydy purynowe, hipoksantyna, adenozyna oraz steroidy płciowe, jedynie modulują proces dojrzewania oocytów [3].

W obrębie cytoplazmy oocytu obserwuje się dużą aktywność metaboliczną. Liczne mitochondria, rozbudowane retikulum endoplazmatyczne gładkie, skupiska rybosomów są głównie zlokalizowane wokół jądra komórkowego. Oolemma tworzy mnogie, drobne sfałdowania – mikrokosmki, które wchodzą w kontakt z podobnymi tworami komórek otaczających oocyt. Połączenia pomiędzy oolemmą i sąsiadującymi komórkami mają istotne znaczenie w przekazywaniu sygnałów międzykomórkowych oraz dostarczaniu substancji odżywczych [4]. Komórki otaczające oocyt charakteryzują się stosunkowo dużym jądrem komórkowym, a ich cytoplazma zawiera liczne mitochondria, rozbudowane retikulum endoplazmatyczne szorstkie, krople lipidowe oraz dobrze rozwinięty system aparatów Golgiego [5].

Mechanizm rekrutacji pęcherzyków pierwotnych do wzrostu nie jest do końca poznany. Potencjalnymi inicjatorami wzrostu pęcherzyków pierwotnych są: naskórkowy czynnik wzrostu (epidermal growth factor – EGF), insulinopodobny czynnik wzrostu typu 1

(in­­sulin-like growth factor-1 – IGF-1), transformujący czynnik wzrostu (transforming growth factor  – TGF-), hormon anty-Müllerowski (anti-Müllerian hormone – AMH), czynnik wzrostu i różnicowania 9 (growth differentiation factor-9 – GDF-9), GDF-9B (BMP-15 bone morphogenetic protein 15), receptor C-kit (tyrosine kinase receptor) zlokalizowany w oolemmie i jego ligand KIT produkowany przez komórki ziarniste [6, 7]. Oocyt pęcherzyka pierwotnego będącego w stanie spoczynku wykazuje silną ekspresję białka pRb (retinoblastoma protein), która zmniejsza się znacząco po rekrutacji [8]. Innym czynnikiem mogącym uchodzić za inhibitor wzrostu pęcherzyków jest WT1 (Wilms tumor suppressor gene). Jego ekspresję obserwuje się głównie w komórkach ziarnistych – zarówno pęcherzyków pierwotnych, pierwszorzędowych, jak i drugorzędowych. Wraz ze wzrostem pęcherzyków stwierdza się zmniejszanie ekspresji WT1 [9].

Gonadotropiny nie odgrywają istotnej roli w rekrutacji pęcherzyków pierwotnych, a ich długotrwałe stosowanie nie powoduje zmniejszenia rezerwy jajnikowej i przedwczesnego wygaśnięcia czynności jajników. Komórki somatyczne pierwotnych pęcherzyków nie wykazują ekspresji receptorów dla gonadotropin, ekspresja genu kodującego receptor dla FSH pojawia się dopiero w komórkach ziarnistych pęcherzyka pierwszorzędowego [7].

Późna folikulogeneza

Przemiana pęcherzyka pierwotnego w pęcherzyk pierwszorzędowy jest konsekwencją zmian zarówno w oocycie, głównie w jego ooplazmie, jak i w sąsiadujących komórkach oraz w zrębie łącznotkankowym otaczającym pęcherzyk. W przebiegu tej przemiany oocyt zwiększa swój rozmiar od około 15 µm do 80–100 µm, następuje również redystrybucja organelli wewnątrzkomórkowych. Aparat Golgiego, początkowo zlokalizowany na małym obszarze w pobliżu jądra komórkowego, ulega rozbudowie i przemieszczeniu w pobliże oolemmy. Obserwuje się też proliferację siateczki endoplazmatycznej szorstkiej, a liczba wolnych rybosomów oraz kropel lipidowych w ooplazmie się zwiększa. Na powierzchni oolemmy obserwuje się zwiększenie gęstości mikrokosmków, które ostatecznie pokrywają całą oolemmę. Najbardziej spektakularne zmiany w obrębie pęcherzyka jajnikowego na tym etapie rozwoju zachodzą jednak wśród komórek ziarnistych. W wyniku licznych podziałów mitotycznych ich liczba się zwiększa, co prowadzi do powstania około trzech, czterech warstw komórek ułożonych wokół oocytu. Komórki te, powiększając swoje rozmiary, przybierają kształt sześcienny. Wewnątrz komórek ziarnistych następuje proliferacja mitochondriów, retikulum endomplazmatycznego, wolnych rybosomów oraz aparatu Golgiego. W miarę rozwoju pęcherzyka pierwszorzędowego w przestrzeni pomiędzy mikrokosmkami oocytu i komórek ziarnistych zaczyna się gromadzić amorficzna substancja złożona z wodorowęglanów oraz białek, tworząca z czasem otoczkę przejrzystą oocytu. Wśród hipotez dotyczących pochodzenia otoczki przejrzystej najbardziej prawdopodobna wydaje się ta, że jest ona produktem zarówno komórki jajowej, jak i komórek ziarnistych [6]. Podziały i wzrost komórek ziarnistych wywołują zmiany w tkance łącznej otaczającej pęcherzyk. Komórki tkanki łącznej przylegającej bezpośrednio do pęcherzyka układają się koncentrycznie wokół niego, tworząc warstwę zwaną osłonką pęcherzyka. Dalsze różnicowanie się komórek tej warstwy następuje jedynie wtedy, gdy dojdzie do powstania pęcherzyka antralnego. Podczas tego procesu obserwuje się wzmożoną ekspresję genów Zp-1, Zp-2, Zp-3 kodujących białka wchodzące w skład otoczki przejrzystej. Białka te mogą odgrywać istotną rolę w różnicowaniu się komórek ziarnistych bezpośrednio otaczających oocyt. Koordynacja transkrypcji genów Zp-1, Zp-2, Zp-3 odbywa się najprawdopodobniej przy udziale czynnika FIG-(factor in the germline ). Ekspresja genu FIG- jest szczególnie intensywna w oocycie pęcherzyka pierwotnego [10].

W czasie wczesnego wzrostu pęcherzyka jajnikowego obserwuje się najszybsze tempo wzrostu komórki jajowej. Wykazano, że GDF-9 i kit ligand (KL) istotnie wpływają na wczesny rozwój oocytu. U myszy pozbawionych możliwości syntezy GDF-9 obserwuje się całkowity brak wzrostu pęcherzyków jajnikowych poza etap pęcherzyka pierwotnego [11]. Zasadniczą rolę w proliferacji komórek ziarnistych odgrywają substancje produkowane lokalnie lub też pochodzące z osocza, takie jak: hormon wzrostu, EGF, TGF, IGF-1, androgeny [12]. Od początku procesu dojrzewania pęcherzyka pierwszorzędowego wśród komórek ziarnistych zaczynają pojawiać się niewielkie jamki wypełnione płynem. Początkowo płyn ten pochodzi wyłącznie z komórek ziarnistych, z czasem jednak zaczyna przedostawać się z naczyń włosowatych przebiegających w osłonce łącznotkankowej pęcherzyka. W skład płynu pęcherzykowego wchodzą między innymi: białka, steroidy, wodorowęglany i mukopolisacharydy. W miarę rozwoju pęcherzyka jamki wypełnione płynem się łączą, tworząc jamę pęcherzykową. Dalszy rozwój i dojrzewanie pęcherzyka wtórnego, zwanego też antralnym, zależy głównie od hormonu folikulotropowego (follicle stimulating hormone – FSH), a także od czynników regulatorowych auto- i parakrynnych [13]. Średnica wczesnego pęcherzyka antralnego wynosi w przybliżeniu 200 µm, a oocytu 100–130 µm. W miarę powiększania się przestrzeni płynowej pęcherzyka komórka jajowa wraz z częścią otaczających ją komórek warstwy ziarnistej spychana jest na obwód. Warstwa komórek ziarnistych sąsiadujących z komórką jajową uwypukla się do światła pęcherzyka – nazywana jest wzgórkiem jajonośnym. Komórki ziarniste zlokalizowane najbliżej komórki jajowej tworzą tzw. wieniec promienisty. Wraz ze wzrostem pęcherzyka tworzą się liczne połączenia typu gap-junction pomiędzy komórką jajową a komórkami wieńca promienistego [14]. Połączenia te odgrywają istotną rolę w komunikacji pomiędzy komórkami, ich prawidłowym wzroście oraz w zatrzymaniu i ponownym aktywowaniu podziału mejotycznego oocytu. Ponadto połączenia gap-junction wraz z mikrokosmkami zapewniają ścisłe przyleganie komórek ziarnistych do komórki jajowej, co sprzyja ochronie oocytu przed działaniem czynników zewnętrznych oraz selektywnemu przepływowi substancji do i z oocytu [15].

W wyniku licznych podziałów mitotycznych początkowo cienka warstwa przyściennych komórek ziarnistych rozbudowuje się w pęcherzyku antralnym przedowulacyjnym do 10–18 rzędów. Z podobnych powodów wzgórek jajonośny znacząco zwiększa swe rozmiary. Komórki ziarniste zawierają mało cytoplazmy, a ich jądro komórkowe jest stosunkowo duże. W przebiegu dojrzewania pęcherzyków antralnych pomiędzy komórkami warstwy ziarnistej pojawiają się ciałka Call-Exnera, których pochodzenie i funkcja nie zostały poznane. Komórki ziarniste tworzące wzgórek jajonośny są zdecydowanie różne od komórek ziarnistych przyściennych. Różnią się ekspresją mRNA oraz odpowiedzią na gonadotropiny. Wraz ze wzrostem pęcherzyka antralnego dochodzi do różnicowania się łącznotkankowej osłonki pęcherzyka na dwie warstwy: wewnętrzną, silnie unaczynioną, zawierającą komórki wydzielnicze, oraz zewnętrzną, zbudowaną z tkanki łącznej włóknistej. Komórki warstwy wewnętrznej otoczki pęcherzyka noszą nazwę komórek luteinowych, a w ich cytoplazmie pojawiają się wakuole, podobne do tych, jakie spotyka się w komórkach gruczołowych wydzielających hormony steroidowe [16].

Dojrzewanie cytoplazmatyczne i jądrowe oocytu

Od chwili rekrutacji pęcherzyka pierwotnego rozpoczyna się proces dojrzewania cytoplazmatycznego oocytu, który trwa aż do momentu owulacji. Polega on na syntezie oraz akumulacji odpowiedniej liczby i rodzaju związków oraz redystrybucji wewnątrz oocytu organelli komórkowych niezbędnych do procesu zapłodnienia i wczesnego rozwoju zarodkowego. Podczas dojrzewania cytoplazmatycznego oocyt zwiększa swoją średnicę z 15 µm do około 100 µm, co odpowiada około 300-krotnemu przyrostowi objętości. Oocyt w tym okresie jest bardzo aktywny, zarówno jeżeli chodzi o proces transkrypcji, jak i translacji. Dojrzały oocyt zawiera około 200 razy więcej RNA i około 50 razy więcej białek niż przeciętna komórka somatyczna [17]. W całej puli RNA oocytu mRNA stanowi około 20%. Dla porównania, w komórkach somatycznych udział ten wynosi 2%. W momencie reasumpcji mejozy proces transkrypcji ustaje, chociaż proces translacji jest kontynuowany przez cały okres mejozy. RNA powstały w trakcie dojrzewania cytoplazmatycznego jest bardzo stabilny, średni okres półrozpadu sięga 28 dni [18].

Proces dojrzewania jądrowego oocytu polega na wznowieniu podziału mejotycznego zatrzymanego w profazie I podziału we wczesnym okresie rozwoju ontogenetycznego. W czasie dojrzewania jądrowego dochodzi do zaniku otoczki jądrowej, haploidyzacji materiału genetycznego i wyrzucenia pierwszego ciałka kierunkowego z oocytu. Sygnałem do reasumpcji mejozy w warunkach fizjologicznych jest nagły wzrost aktywności hormonu luteotropowego (luteinizing hormone – LH). Efektem tego jest zmniejszenie stężenia cAMP w ooplazmie, obniżenie aktywności zależnych od cAMP kinaz inaktywujących czynnik przyspieszający dojrzewanie (maturation promoting factor – MPF) [19]. Czynnik ten odpowiada za regulację działania mechanizmów kontrolujących mejozę oraz cykl komórkowy. Zbudowany jest z dwóch podjednostek: regulacyjnej cykliny B-1 i katalitycznej kinazy p34cdc2. Duża aktywność MPF podczas całego okresu dojrzewania jądrowego oocytu jest niezbędna do zahamowania transkrypcji i kontynuacji podziału mejotycznego [20].

Wnioski

Folikulogeneza oraz oogeneza są bardzo skomplikowanymi procesami, które nadal są stosunkowo słabo poznane. Niewyjaśnione mechanizmy oraz wielorakość czynników biorących udział w procesie oogenezy wskazują na konieczność prowadzenia dalszych badań dotyczących tego zagadnienia. Dokładniejsze zrozumienie procesu oogenezy i folikulogenezy pozwoli w przyszłości na opracowanie bardziej efektywnych metod zapobiegania i leczenia licznych schorzeń ginekologicznych, onkologicznych oraz endokrynologicznych.

Piśmiennictwo

 1.Richardson BE, Lehmann R. Mechanisms guiding primordial germ cell migration: strategies from different organisms. Nat Rev Mol Cell Biol 2010; 11: 37–49.

 2.Tsafriri A, Dekel N, Bar-Ami S. The role of oocyte maturation inhibitor in follicular regulation of oocyte maturation. J Reprod Fertil 1982; 64: 541–551.

 3.Bilodeau-Goeseels S. The role of cyclic AMP, phosphodiesterases, and adenosine monophosphate-activated protein kinase in the maintenance of meiotic arrest in bovine oocytes. Mol Reprod Dev 2011; 78: 734–743.

 4.Thomas FH, Vanderhyden BC. Oocyte-granulosa cell interactions during mouse follicular development: regulation of kit ligand expression and its role in oocyte growth. Reprod Biol Endocrin 2006; 4: 1–8.

 5.Su YQ, Sugiura K, Eppig JJ. Mouse oocyte control of granulosa cell development and function: paracrine regulation of cumulus cell metabolism. Semin Reprod Med 2009; 27: 32–42.

 6.Gougeon A. Human ovarian follicular development: from activation of resting follicles to preovulatory maturation. Ann Endocrinol (Paris) 2010; 71: 132–143.

 7.McLaughlin EA, McIver SC. Awakening the oocyte: controlling primordial follicle development. Reproduction 2009; 137: 1–11.

 8.Andreu-Vieyra C, Chen R, Matzuk MM. Conditional deletion of the retinoblastoma (Rb) gene in ovarian granulosa cells leads to premature ovarian failure. Mol Endocrinol 2008; 22: 2141–2161.

 9.Jagarlamudi K, Rajkovic A. Oogenesis: transcriptional re­gulators and mouse models. Mol Cell Endocrinol 2012; 356: 31–39.

10.Yang Y, Balla A, Danilovich N et al. Developmental and molecular aberrations associated with deterioration of oogenesis during complete or partial follicle-stimulating hormone receptor deficiency in mice. Biol Reprod 2003; 69: 1294–1302.

11.Otsuka F, McTavish KJ, Shimasaki S. Integral role of GDF-9 and BMP-15 in ovarian function. Mol Reprod Dev 2011; 78: 9–21.

12.Eppig JJ. Oocyte control of ovarian follicular development and function in mammals. Reproduction 2001; 122: 829–838.

13.Peters H, Byskov AG, Himelstein-Braw R et al. Follicular growth: the basic event in the mouse and human ovary.

J Reprod Fertil 1975; 45: 559–566.

14.Anderson E, Albertini DF. Gap junctions between the oocyte and companion follicle cells in the mammalian ovary. J Cell Biol 1976; 71: 680–686.

15.Carabatsos MJ, Sellitto C, Goodenough DA et al. Oocyte-granulosa cell heterologous gap junctions are required for the coordination of nuclear and cytoplasmic meiotic competence. Dev Biol 2000; 226: 167–179.

16.Richard FJ, Sirard MA. Effects of follicular cells on oocyte maturation. II: theca cell inhibition of bovine oocyte maturation in vitro. Biol Reprod 1996; 54: 22–28.

17.Bachvarova R, De Leon V, Johnson A et al. Changes in total RNA, polyadenylated RNA, and actin mRNA during meiotic maturation of mouse oocytes. Dev Biol 1985; 108: 325–331.

18.Hyttel P, Fair T, Callesen H et al. Oocyte growth, capacitation and final maturation in cattle. Theriogenology 1997; 47: 23–32.

19.Hashimoto N, Kishimoto T. Regulation of meiotic metaphase by a cytoplasmic maturation-promoting factor during mouse oocyte maturation. Dev Biol 1988; 126: 242–252.

20.Lohka MJ, Hayes MK, Maller JL. Purification of maturation-promoting factor, an intracellular regulator of early mitotic events. Proc Natl Acad Sci 1988; 85: 3009–3013.



Adres do korespondencji:



Cezary Grygoruk

Klinika Ginekologiczno-Położnicza „Bocian”

ul. Akademicka 23

15-267 Białystok

tel. +48 85 744 77 00

e-mail: cezary.grygoruk@gmail.com