Współczesna Onkologia (2009) vol. 13; 2 (61-65)
Terapia genowa
Pierwotnie koncepcja terapii genowej dotyczyła transferu do komórek z defektem genetycznym prawidłowej kopii wadliwego genu. Celem takiego postępowania terapeutycznego były głównie choroby dziedziczne, uwarunkowane mutacją jednego genu, np. mukowiscydoza, ciężki złożony niedobór immunologiczny (severe combined immuno deficiency – SCID). Rozwój badań nad molekularnymi mechanizmami powstawania chorób, umożliwił zastosowanie genoterapii również w przypadku schorzeń, których przyczyną są zmiany w wielu genach (np. choroby wieńcowo-naczyniowe, AIDS, choroby ośrodkowego układu nerwowego czy nowotwory). W celach terapeutycznych zaczęto wprowadzać do komórek nie tylko prawidłowe kopie genów, których funkcja została zaburzona przez wystąpienie mutacji, ale także dodatkowe kopie genów, kodujących białka o charakterze leczniczym.
Według danych Wiley InterScience z roku 2008, pierwsze miejsce pod względem liczby otwartych protokołów klinicznych terapii genowej zajmują choroby nowotworowe, stanowiąc 65,2% wszystkich prowadzonych protokołów klinicznych.
Genoterapia przeciwnowotworowa ma na celu naprawę, wzmocnienie lub inhibicję naturalnych mechanizmów komórkowych, takich jak cykl komórkowy, angiogeneza czy apoptoza. Może również stanowić terapię wspomagającą dla standardowych metod leczenia. Przykładem jest zastosowanie związanych ze szlakami apoptotycznymi genów w celu zwiększania wrażliwości komórek nowotworowych na leki.
Oporność nowotworów na chemioterapię
Głównym założeniem chemioterapii jest indukcja apoptozy w komórkach nowotworowych z jak najmniejszą szkodą dla zdrowych komórek organizmu. Wyjątkowo dużą przeszkodą dla skuteczności leczenia chemicznego jest oporność nowotworów na chemioterapię. Lekooporność może występować pierwotnie albo wtórnie. Jest to zależne od wyniku selekcji klonów komórek niewrażliwych w trakcie leczenia.
Chemiooporność komórek nowotworowych związana jest z licznymi zmianami na poziomie komórkowym oraz genetycznym. Zmiany w mechanizmach komórkowych związane są m.in. z silną aktywacją zależnych od ATP pomp komórkowych, odpowiedzialnych za wyrzut substancji toksycznych poza komórkę [1]. Dotyczą one także dystrybucji leku wewnątrz komórki, w której dochodzi do kumulacji preparatów w organellach (np. w lizosomach) [2]. Genetyczne przyczyny wystąpienia oporności lekowej związane są z mutacjami genów zaangażowanych w systemy naprawcze DNA oraz proces apoptozy. Mechanizmy działania większości leków przeciwnowotworowych oparte są na indukcji apoptozy w komórce, z tego powodu oporność na apoptozę jest bardzo często równoważna z lekoopornością.
Zwiększanie wrażliwości na chemioterapię
Jedną z podstawowych cech odróżniających komórki nowotworowe od komórek prawidłowych jest ich niepohamowany wzrost oraz oporność na sygnały śmierci. Dwa czynniki składają się na nieograniczone zdolności komórek nowotworu do proliferacji – brak kontroli nad podziałami komórkowymi oraz zaburzenia procesów związanych ze śmiercią komórki. Brak prawidłowo działających mechanizmów wykonawczych apoptozy może być przyczyną występowania oporności nowotworów na chemioterapię.
Jedną z metod przywracania komórkom nowotworowym wrażliwości na cytostatyki jest terapia genowa. Poprzez genoterapię można przywrócić komórkom nowotworowym zdolność do aktywacji mechanizmów apoptotycznych, indukowanych przez chemioterapeutyki.
Receptory śmierci – czynniki martwicy nowotworów
Inhibicja procesu apoptozy w komórkach nowotworowych może nastąpić już w momencie indukcji, poprzez zmienioną ekspresję błonowych receptorów z grupy czynników martwicy nowotworów (tumor necrosis factor – TNF). Receptory te mogą występować w formie zmutowanej, co uniemożliwia konformacyjne połączenie z ligandem [3]. Brak prawidłowego przewodzenia sygnałów proapoptotycznych zwiększa szanse komórek nowotworowych na przeżycie. Niektóre nowotwory, pomimo wysokiej ekspresji receptora Fas, są oporne na działanie ligandu FasL. Związane jest to z jednoczesnym wysokim poziomem ekspresji fosfatazy FAP-1 [4].
TRAIL (TNF-related apoptosis inducing-ligand) jest ligandem dla dwóch receptorów z rodziny TNF, DR4 oraz DR5. Aktywność proapoptotyczna TRAIL jest specyficzna dla komórek nowotworowych [5]. Oporność na apoptozę zależna od TRAIL może być spowodowana niskim poziomem ekspresji receptorów bądź działaniem białka FLIP, który jest inhibitorem dla tego ligandu [6].
Wprowadzenie dodatkowych kopii genu kodującego białko TRAIL do komórek linii raka jajnika (SKOV3, 222, A224, A364, A547, A2780/AD10, Caov-3, A2780/CP70, OVCAR-3, OVCA-429, UCI 101, UCI 107) zwiększa ich wrażliwość na doksorubicynę, paklitaksel oraz cisplatynę [7]. Synergistyczny efekt działania chemioterapii oraz wektora TRAIL zaobserwowano również w liniach komórkowych raka piersi [8]. Potencjał terapeutyczny zaobserwowano także w terapii genowej z zastosowaniem genu kodującego Smac/DIABLO. Białko to będące inhibitorem C-IAP aktywuje zależną od TRAIL ścieżkę apoptozy, zwiększając jednocześnie wrażliwość linii komórkowych raka piersi: MCF-7 oraz MDA-MB-453 na paklitaksel, doksorubicynę, etopozyd oraz tamoksifen [9].
W oporności niezależnej od MDR, przeprowadzano również próby zwiększania wrażliwości linii komórek raka jajnika na inhibitory topoizomerazy II, poprzez transfer zrekombinowanej formy TNF [10]. Wprowadzenie do komórek raka wątroby genu kodującego IkB, zwiększa ich wrażliwość na chemioterapię zależną od aktywacji receptorów TNF [11].
Próbowano również zwiększać wrażliwość komórek raka jelita grubego poprzez wyciszanie genu FAP-1.
Kaspazy
Kaspazy jako główne enzymy wykonawcze genetycznie programowanej śmierci są niezbędne do prawidłowego przebiegu apoptozy. Poziom ekspresji kaspaz w wielu nowotworach jest obniżony w stosunku do prawidłowych komórek tej samej tkanki (tab. 1.).
Aktywność kaspaz, szczególnie kaspaz efektorowych, jest kluczowa dla indukcji apoptozy. Brak kaspazy 3 jest bezpośrednią przyczyną oporności komórek linii MCF-7 oraz OVP-10 na apoptozę [24]. Brak CASP3 oraz niski poziom ekspresji CASP7, 8 oraz 10 został stwierdzony w niektórych przypadkach raka nerki [25]. Somatyczna mutacja CASP7 charakteryzuje 2% nowotworów jelita grubego oraz 3% nowotworów głowy oraz szyi [26]. Obserwowana jest również ograniczona zdolność CASP8 do tworzenia kompleksu DISC [27]. Przyczyną mogą być liczne mutacje bądź nadmierna metylacja genu. Stwierdzono ponadto występowanie korelacji pomiędzy metylacją CASP8 i metylacjami genu supresorowego RASSF1A w niektórych neuroblastomach dziecięcych.
Mechanizm działania wielu leków przeciwnowotworowych opiera się o indukcję kaskady kaspaz. Liczne opisywane zaburzenia szlaków apoptotycznych są jedną z przyczyn braku wrażliwości na chemioterapię. Przykładem może być linia komórek MCF-7 [28]. Linia komórkowa raka sutka z deficytem CASP3 jest mało wrażliwa na inhibitory topoizomeraz (etopozyd, doksorubicynę). Poprzez wprowadzenie wektora z rearanżowaną CASP3, można zwiększyć odpowiedź komórek MCF-7 na te dwa cytostatyki [29]. Synergistyczne działanie proapoptotyczne kaspazy 3 z etopozydem zaobserwowano również w warunkach in vivo, na szczurzym modelu raka wątroby. Podanie cytostatyku oraz adenowirusowego wektora niosącego gen kaspazy 3 znacznie ogranicza wzrost masy guza [30].
Adenowirusowy transfer kaspazy 8 do komórek raka wątroby HCC zwiększa ich wrażliwość na taksol, kamptotecynę oraz doksorubicynę [31].
Nadmierna metylacja APAF-1 przyczynia się do hamowania aktywacji apoptosomu, w wyniku czego nie dochodzi do przejścia formy proenzymu CASP9 w formę aktywną [32]. Wirusowy transfer do komórek nowotworowych prawidłowej formy APAF-1 zwiększa odpowiedź komórek U373-MG na etopozyd [33] oraz linii komórkowej raka czerniaka [34].
Inhibitory apoptozy – rodzina białek IAP
W komórkach nowotworowych opornych na apoptozę często obserwuje się podwyższony poziom inhibitorów apoptotycznych z rodziny IAP. Wśród wszystkich członków tej grupy białek, szczególne miejsce zajmuje surwiwina, której ekspresja jest specyficzna dla komórek nowotworowych. Przykładem są ostre białaczki [35], rak piersi [36], czy drobnokomórkowy rak płuc [37]. Wykazano także, że inhibitory C-IAP-1, C-IAP-2 mogą wyciszać sygnał apoptotyczny poprzez wiązanie ligandów dla receptorów TNF, TRAF1, TRAF2 [38]. Kolejnym członkiem rodziny białek IAP eksprymowanym na wysokim poziomie w nowotworach jest białko XIAP, które negatywnie reguluje aktywność kaspaz efektorowych CASP3 oraz CASP7 w komórkach [39], co przyczynia się do większej oporności na apoptozę.
Inhibujące działanie genu XIAP można znieść poprzez transfer antysensownego oligonukleotydu G4 AS ODN. Wyciszenie genu XIAP znacznie zwiększa wrażliwość linii komórkowej raka płuc NCI-H460 na doksorubicynę, epirubicynę, etopozyd oraz winblastynę. Pozytywne wyniki uzyskano zarówno w warunkach in vitro, jak i na modelu myszy [40]. Transfer siRNA dla genu XIAP do linii komórkowych MCF-7 oraz K562 zwiększa odpowiedź na leki przeciwnowotworowe [41, 42].
Podobne działania próbuje się zastosować względem surwiwiny, co opisali Zhang i wsp. [43]. Hamowanie aktywności antyapoptotycznej tego inhibitora poprzez transfer siRNA do komórek raka wątroby zwiększa wrażliwość komórek nowotworowych na chemioterapię. Hamowanie aktywności surwiwiny poprzez działanie rybozymu w komórkach raka prostaty [44] znacząco wpływa na zwiększenie wrażliwości komórek na cisplatynę.
Aktywność inhibitorów apoptozy z grupy IAP można także hamować w sposób pośredni, poprzez wprowadzenie do komórek genu kodującego inhibitor dla NF-kB-IkB. W efekcie uzyskuje się komórki wrażliwe na apoptozę indukowaną lekami przeciwnowotworowymi [45].
Rodzina białek regulatorowych BCL-2/BAX
Przyczyn zaburzeń apoptozy w nowotworach upatruje się również w zmianach ekspresji białek regulatorowych z rodziny BCL-2/BAX. Stwierdzono hamujący efekt na apoptozę w obecności nadekspresji białek BCL-2 oraz BCL-XL [46]. Wysoki poziom białka BCL-2 jest często skorelowany z mutacjami w genie TP53 [47]. Stosunek ilościowy BCL-2/BAX jest zaburzony nie tylko z powodu nadekspresji BCL-2, ale również w wyniku znacznie obniżonej, spowodowanej mutacjami, ekspresji genu BAX [48]. Występowanie mutacji w genach proapoptotycznych wskazuje się również np. dla BAK oraz BIK [49].
Odnotowano szereg pozytywnych wyników doświadczeń prowadzonych w celu zniesienia oporności na leki przeciwnowotworowe poprzez działanie na białka z grupy BCL-2/BAX. Przykładem jest blokowanie aktywności genu BCL-2 poprzez wprowadzenie sekwencji antysensownej do komórek raka piersi MCF-7. Wyciszenie antyapoptotycznego BCL-2 w znacznym stopniu zwiększa wrażliwość komórek na etopozyd oraz doksorubicynę. Przeprowadzane są także próby adenowirusowego transferu BAX do komórek nowotworowych bądź genów o charakterze induktorów dla BAX np. genu MDA-7 [50]. Wprowadzenie transgenu BAX do linii komórkowej raka trzustki zwiększa ich wrażliwość na gemcytabinę [51]. Zaobserwowano również, że komórki linii komórkowej jelita DLD-1 transfekowanej genem BAX w wyższym stopniu ulegają śmierci apoptotycznej pod wpływem cytostatyków – doksorubicyny oraz cisplatyny w porównaniu z komórkami nietransfekowanymi [52].
Gen supresorowy TP53
Czynnik transkrypcyjny TP53, zwany strażnikiem genomu, jest jednym z głównych regulatorów prawidłowego przebiegu cyklu komórkowego. W momencie pojawienia się nienaprawialnych uszkodzeń DNA poprzez aktywację genów proapoptotycznych kieruje on komórkę na drogę apoptozy. TP53 jest również najczęściej mutowanym genem supresorowym w nowotworach (ok. 60% nowotworów). W związku z tak wysoką frekwencją mutacji tego genu oraz szerokim zakresem działania, przywrócenie prawidłowej formy wydaje się być kluczowe w przywracaniu wrażliwości na indukowaną przez chemioterapię apoptozę.
Przeprowadzane są próby transferu niezmutowanej formy genu TP53 m.in. do komórek raka płuc, piersi, jajnika [53]. Wprowadzenie prawidłowej kopii genu TP53 za pomocą nośnika adenowirusowego zwiększa wrażliwość nowotworów głowy oraz szyi na docetaksel [54].
Badania nad potencjalnym wykorzystaniem transferu prawidłowej kopii genu TP53 do komórek nowotworowych osiągnęły już etap badań klinicznych. Aktualnie otwartych jest 69 protokołów klinicznych dotyczących zastosowania tego genu. Najczęściej odnoszą się one do nowotworów płuc, głowy oraz szyi [55].
Podsumowanie
Prawie 20 lat badań nad terapią genową pokazało, jak duży potencjał ma w sobie ta metoda terapeutyczna. Trwają prace nad doskonaleniem technicznych aspektów genoterapii, głównie nad nośnikami genów i skutecznością ich wnikania, jednak zebrane w tej pracy wiadomości pokazują istniejące, praktyczne zastosowanie transferu genów w leczeniu chorób nowotworowych.
Oporność komórek nowotworowych na leki jest bardzo poważnym problemem klinicznym, przekładającym się na mniejszą wyleczalność pacjentów z chorobami onkologicznymi. Zastosowanie kombinacji dwóch terapii wydaje się być obiecujące zarówno ze względu na przełamywanie lekooporności, jak i możliwość zmniejszania dawek cytotoksyków.
Piśmiennictwo
1. Gottesman MM, Pastan I. Biochemistry of multidrug resistance mediated by the multidrug transporter. Annu Rev Biochem 1993; 62: 385-427.
2. Matsuo H, Wakasugi M, Takanaga H, Ohtani H, Naito M, Tsuruo T, Sawada Y. Possibility of the reversal of multidrug resistance and the avoidance of side effects by liposomes modified with MRK-16, a monoclonal antibody to P-glycoprotein. J Control Release 2001; 77: 77-86.
3. Bin L, Thorburn J, Thomas LR, Clark PE, Humphreys R, Thorburn A. Tumor-derived mutations in the TRAIL receptor DR5 inhibit TRAIL signaling through the DR4 receptor by competing for ligand binding. J Biol Chem 2007; 282: 28189-94.
4. Ivanov VN, Lopez Bergami P, Maulit G, Sato TA, Sassoon D, Ronai Z. FAP-1 association with Fas (Apo-1) inhibits Fas expression on the cell surface. Mol Cell Biol 2003; 23: 3623-35.
5. Gura T. How TRAIL kills cancer cells, but not normal cells. Science 1997; 277: 815-8.
6. Kim K, Fisher MJ, Xu SQ, El- Deiry WS. Molecular determinants of response to TRAIL in killing of normal and ancer cells. Clin Cancer Res 2000; 6: 335-46.
7. Cuello M, Ettenberg SA, Nau MM, Lipkowitz S. Synergistic induction of apoptosis by the combination of trail and chemotherapy in chemoresistant ovarian cancer cells. Gynecol Oncol 2001; 81: 380-90.
8. Keane MM, Ettenberg SA, Nau MM, Russell EK, Lipkowitz S. Chemotherapy augments TRAIL-induced apoptosis in breast cell lines. Cancer Res 1999; 59: 734-41.
9. Fandy TE, Shankar S, Srivastava RK. Smac/DIABLO enhances the therapeutic potential of chemotherapeutic drugs and irradiation, and sensitizes TRAIL-resistant breast cancer cells. Mol Cancer 2008; 7: 60.
10. Cimoli G, Valenti M, Parodi S, Mazzoni A, De Sessa F, Conte P, Russo P. Reversal of “atypical”-multidrug resistance by recombinant human tumor necrosis factor in the human ovarian cancer cell line A2780-DX3. Oncol Res 1993; 5: 311-23.
11. Tietze MK, Wuestefeld T, Paul Y, Zender L, Trautwein C, Manns MP, Kubicka S. IkappaBalpha gene therapy in tumor necrosis factor-alpha and chemotherapy-mediated apoptosis of hepatocellular carcinomas. Cancer Gene Ther 2000; 7: 1315-23.
12. Winter RN, Kramer A, Borkowski A, Kyprianou N. Loss of caspase-1 and caspase-3 protein expression in human prostate cancer. Cancer Res 2001; 61: 1227-32.
13. Hofmann WK, de Vos S, Tsukasaki K, Wachsman W, Pinkus GS, Said JW, Koeffler HP. Altered apoptosis pathways in mantle cell lymphoma detected by oligonucleotide microarray. Blood 2001; 98: 787-94.
14. Cheung TH, Chung TK, Lo KW, Yu MY, Krajewski S, Reed JC, Wong YF. Apotosis-related proteins in cervical intraepithelial neoplasia and squamous cell carcinoma of the cervix. Gynecol Oncol 2002; 86: 14-8.
15. Devarajan E, Sahin AA, Chen JS, et al. Down-regulation of caspase 3 in breast cancer: a possible mechanism for chemoresistance. Oncogene 2002; 21: 8843-51.
16. Kolenko V, Uzzo RG, Bukowski R, Bander NH, Novick AC, Finke JH. Dead or dying: necrosis versus apoptosis in caspase deficient human renal cell carcinoma. Cancer Res 1999; 59: 2838-42.
17. Kumamoto H, Kimi K, Ooya K. Immunohistochemical analysis of apoptosis-related factors (Fas, Fas ligand, caspase-3 and single-stranded DNA) in ameloblastomas. J Oral Pathol Med 2001; 30: 596-602.
18. Prokop A, Wieder T, Sturm I, et al. Relapse in childhood acute lymphoblastic leukemia is associated with a decrease of the Bax/Bcl-2 ratio and loss of spontaneous caspase-3 processing in vivo. Leukemia 2000; 14: 1606-13.
19. Cheung TH, Chung TK, Lo KW, Yu MY, Krajewski S, Reed JC, Wong YF. Apotosis-related proteins in cervical intraepithelial neoplasia and squamous cell carcinoma of the cervix. Gynecol Oncol 2002; 86: 14-8.
20. Kolenko V, Uzzo RG, Bukowski R, Bander NH, Novick AC, HSI ED, Finke JH. Dead or dying: necrosis versus apoptosis in caspase deficient human renal cell carcinoma. Cancer Res 1999; 59: 2838-42.
21. Shivapurkar N, Reddy J, Matta H, et al. Loss of expression of death-inducing signaling complex (DISC) components in lung cancer cell lines and the influence of MYC amplification. Oncogene 2002; 21: 8510-4.
22. Kolenko V, Uzzo RG, Bukowski R, Bander NH, Novick AC, HSI ED, Finke JH. Dead or dying: necrosis versus apoptosis in caspase deficient human renal cell carcinoma. Cancer Res 1999; 59: 2838-42.
23. Shivapurkar N, Reddy J, Matta H, et al. Loss of expression of death-inducing signaling complex (DISC) components in lung cancer cell lines and the influence of MYC amplification. Oncogene 2002; 21: 8510-4.
24. Friedrich K, Wieder T, Von Haefen C, Radetzki S, Jänicke R, Schulze-Osthoff K, Dörken B, Daniel PT. Overexpression of caspase-3 restores sensitivity for drug-induced apoptosis in breast cancer cell lines with acquired drug resistance. Oncogene 2001; 20: 2749-60.
25. Kolenko V, Uzzo RG, Bukowski R, Bander NH, Novick AC, Hsi ED, Finke JH. Dead or dying: necrosis versus apoptosis in caspase deficient human renal cell carcinoma. Cancer Res 1999; 59: 2838-42.
26. Palmerini F, Devilard E, Jarry A, Birg F, Xerri L. Caspase 7 downregulation as an immunohistochemical marker of colonic carcinoma. Hum Pathol 2001; 32: 461-7.
27. Shivapurkar N, Reddy J, Matta H, et al. Loss of expression of death-inducing signaling complex (DISC) components in lung cancer cell lines and the influence of MYC amplification. Oncogene 2002; 21: 8510-4.
28. Devarajan E, Sahin AA, Chen JS, Krishnamurthy RR, Aggarwal N, Brun AM, Sapino A, Zhang F, Sharma D, Yang XH, Tora AD, Mehta K. Down-regulation of caspase 3 in breast cancer: a possible mechanism for chemoresistance. Oncogene 2002; 21: 8843-51.
29. Yang XH, Sladek TL, Liu X, Butler BR, Froelich CJ, Thor AD. Reconstitution of caspase 3 sensitizes MCF-7 breast cancer cells to doxorubicin- and etoposide-induced apoptosis. Cancer Res 2001; 61: 348-54.
30. Yamabe K, Shimizu S, Ito T, Yoshioka Y, Nomura M, Narita M, Saito I, Kanegae Y, Matsuda H. Cancer gene therapy using a pro-apoptotic gene, caspase-3. Gene Ther 1999; 6: 1952-9.
31. Yamaguchi Y, Shiraki K, Fuke H, Inoue T, Miyashita K, Yamanaka Y, Nakano T. Adenovirus-mediated transfection of caspase-8 sensitizes hepatocellular carcinoma to TRAIL- and chemotherapeutic agent-induced cell death. Biochim Biophys Acta 2006; 1763: 844-53.
32. Pommier Y, Sordet O, Antony S, Hayward RL, Kohn KW. Apoptosis defects and chemotherapy resistance: molecular interaction maps and networks. Oncogene 2004; 23: 2934-49.
33. Shinoura N, Sakurai S, Shibasaki F, Asai A, Kirino T, Hamada H. Co-transduction of Apaf-1 and caspase-9 highly enhances TP53-mediated apoptosis in gliomas. Br J Cancer 2002; 86: 587-95.
34. Soengas MS, Capodieci P, Polsky D, et al. Inactivation of the apoptosis effector Apaf-1 in malignant melanoma. Nature 2001; 409: 207-11.
35. Tamm I, Kornblau SM, Krajewski S, et al. Expression and prognostic significance of IAP-family genes in human cancers and myeloid leukemias. Clin Cancer Res 2000; 6: 1796-1803.
36. Tanaka K, Iwamoto S, Gon G, Nohara T, Iwamoto M, Tanigawa N. Expression of survivin and its relationship to loss of apoptosis in breast carcinomas. Clin Cancer Res 2000; 6: 127-34.
37. Monzó M, Rosell R, Felip E, et al. A novel anti-apoptosis gene: Re-expression of survivin messenger RNA as a prognosis marker in non-small-cell lung cancers. J Clin Oncol 1999; 17: 2100-4.
38. Notarbartolo M, Cervello M, Dusonchet L, Cusimano A, D’Alessandro N. Resistance to diverse apoptotic triggers in multidrug resistant HL60 cells and its possible relationship to the expression of P-glycoprotein, Fas and of the novel anti-apoptosis factors IAP (inhibitory of apoptosis proteins). Cancer Lett 2002; 180: 91-101.
39. Tamm I, Wang Y, Sausville E, Scudiero DA, Vigna N, Oltersdorf T, Reed JC. IAP-family protein survivin inhibits caspase activity and apoptosis induced by Fas (CD95), Bax, caspases, and anticancer drugs. Cancer Res 1981; 58: 5315-20.
40. Hu Y, Cherton-Horvat G, Dragowska V, Baird S, Korneluk RG, Durkin JP, Mayer LD, LaCasse EC. Antisense oligonucleotides targeting XIAP induce apoptosis and enhance chemotherapeutic activity against human lung cancer cells in vitro and in vivo. Clin Cancer Res 2003; 9: 2826-36.
41. Lima RT, Martins LM, Guimara~es JE, Sambade C, Vasconcelos MH. Chemosensitization effects of XIAP downregulation in K562 leukemia cells. J Chemother 2006; 18: 98-102.
42. Guimara~es JE, Sambade C, Vasconcelos MH, Lima RT, Martins LM. Specific downregulation of bcl-2 and xIAP by RNAi enhances the effects of chemotherapeutic agents in MCF-7 human breast cancer cells. Cancer Gene Ther 2004; 11: 309-16.
43. Zhang W, Chen X, Qiu F. An antisense plasmid targeting survivin expression induces apoptosis and sensitizes hepatocarcinoma cells to chemotherapy. J Huazhong Univ Sci Technolog Med Sci 2003; 23: 387-91.
44. Pennati M, Binda M, Colella G, et al. Ribozyme-mediated inhibition of survivin expression increases spontaneous and drug-induced apoptosis and decreases the tumorigenic potential of human prostate cancer cells. Oncogene 2004; 23: 386-94.
45. Paillard F. Induction of apoptosis with I-kappaB, the inhibitor of NF-kappaB. Hum Gene Ther 1999; 10: 1-3.
46. Liu YY, Han TY, Giuliano AE, Cabot MC. Expression of glucosylceramide synthase, converting ceramide to glucosylceramide, confers adriamycin resistance in human breast cancer cells. J Biol Chem 1999; 274: 1140-6.
47. Fulda S, Meyer E, Debatin KM. Inhibition of TRAIL-induced apoptosis by BCL-2 overexoression. Oncogene 2002; 21: 2283-94.
48. Müllauer I, Gruber P, Sebinger D, Buch J, Wohlfart S, Chott A. Mutation in apoptosis genes: a pathogenetic factor for human disease. Mutat Res 2001; 488: 211-31.
49. Tamm I, Kornblau SM, Krajewski S, et al. Expression and prognostic significance of IAP-family genes in human cancers and myeloid leukemias. Clin Cancer Res 2000; 6: 1796-803.
50. Su ZZ, Madireddi MT, Lin JJ, et al. The cancer growth suppressor gene mda-7 selectively induces apoptosis in human breast cancer cells and inhibits tumor growth in nude mice. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 14400-05.
51. Xu ZW, Friess H, Büchler MW, Solioz M. Overexpression of Bax sensitizes human pancreatic cancer cells to apoptosis induced by chemotherapeutic agents. Cancer Chemother Pharmacol 2002; 49: 504-10.
52. Kobayashi T, Sawa H, Morikawa J, Zhang W, Shiku H. Bax induction activates apoptotic cascade via mitochondrial cytochrome c release and Bax overexpression enhances apoptosis induced by chemotherapeutic agents in DLD-1 colon cancer cells. Jpn J Cancer Res 2000; 91: 1264-8.
53. Gómez-Navarro J, Arafat W, Xiang J. Gene therapy for carcinoma of the breast. Pro-apoptotic gene therapy. Breast Cancer Res 2000; 2: 32-44.
54. Yoo GH, Piechocki MP, Oliver J, et al. Enhancement of Ad-p53 therapy with docetaxel in head and neck cancer. Laryngoscope 2004; 114: 1871-9.
55. http://www.wiley.co.uk/genetherapy/clinical/.
